ინფორმაცია

26.2: რნმ დამუშავება - ბიოლოგია


10.5 რნმ -ის დამუშავება

RRNA და tRNA პოსტ-ტრანსკრიპციული ცვლილებები იქნება მე -11 თავის თემები, რადგან მათი სტრუქტურა და ფუნქცია ცილის სინთეზში იქნება კეროვანი წერტილი. ამრიგად, ეს განყოფილება ფოკუსირდება mRNA– ის პოსტ-ტრანსკრიპციული მოდიფიკაციებზე.

პროკარიოტული რნმ დამუშავება

ბაქტერიულ უჯრედებს არ გააჩნიათ mRNA– ის ფართო პოსტ ტრანსკრიპციული მოდიფიკაცია, პირველ რიგში იმიტომ, რომ ტრანსკრიფცია და თარგმანი ერთმანეთთან დაკავშირებული პროცესებია. ბაქტერიულ უჯრედებს არ გააჩნიათ ბირთვის ფიზიკური ბარიერი, რაც საშუალებას აძლევს ტრანსკრიფციისა და მთარგმნელობითი აპარატების ფუნქციონირებას ერთდროულად, რაც შესაძლებელს გახდის mRNA– ს ერთდროულ თარგმანს ტრანსკრიფციის დროს (სურათი 10.19). ამ სისტემის შიგნით NusG ცილა გადამწყვეტ როლს ასრულებს. NusG– ს აქვს სამი ცალკეული დომენი და მათგან ორი ფუნქცია ცნობილია. NusG N- ტერმინალურ დომენს (NusG-NTD) აქვს შესაძლებლობა დაუკავშირდეს RNAP- ს, ხოლო C- ტერმინალურ დომენს (NusG-CTD) შეუძლია გაერთიანდეს რიბოსომების NusE (RpsJ) კომპონენტთან. NusG– ის ეს ორი ფუნქცია შესაძლებელს ხდის ტრანსკრიფციას თარგმანთან ერთად. NusG CTD– ს ასევე შეუძლია დაუკავშირდეს Rho– ს ტრანსკრიფციის შეწყვეტის მიზნით (სურათი 10.19).

სურ. 10.19. NusG– ის როლები ტრანსკრიფციის/თარგმანის დაწყვილებაში. (ა) აქტიური RNAP კომპლექსის შემადგენლობა. RNAP ნაჩვენებია მუქი ნაცრისფერში, დნმ ლურჯში და ახლადშექმნილი რნმ წითლად. რიბოსომა ნაჩვენებია მწვანედ, ახლადშექმნილი პოლიპეპტიდური ჯაჭვით ღია ნაცრისფერში; მცირე ქვედანაყოფის ამობურცულობა აღნიშნავს NusE- ს მდებარეობას (RpsJ). NusG ნაჩვენებია ნარინჯისფერში: მისი ფორმა აღნიშნავს ორ ფუნქციურ მონაკვეთს. უფრო დიდი ნაწილი აღნიშნავს N ტერმინალურ დომენს, რომელიც უკავშირდება RNAP- ს. უფრო მცირე ნაწილი აღნიშნავს C ტერმინალის დომენს, რომელიც ურთიერთქმედებს NusE– სთან ადგილზე. Rho მეწამული ფერით არის ნაჩვენები. (ბ) თარგმანის დასრულების შემდეგ NusG რჩება მიბმული RNAP– თან და ასევე შეიძლება დაუკავშირდეს Rho– ს C– ტერმინალის დომენის საშუალებით, რაც იწვევს ტრანსკრიფციის შეწყვეტას.

ფიგურა: Cortes, T., and Cox, R.A. (2015) მიკრობიოლოგია 161: 719-728.


ევკარიოტული რნმ დამუშავება

მრავალუჯრედიან ორგანიზმებში თითქმის ყველა უჯრედი შეიცავს ერთსა და იმავე გენომს, მაგრამ გენის ჩანაწერებში აღინიშნება რთული სივრცული და დროებითი მრავალფეროვნება. ეს მიიღწევა მრავალჯერადი დამუშავების გზით, რომელიც გენიდან ცილამდე მიდის, რომლის რნმ დამუშავება აუცილებელი ეტაპია. რნმ პოლიმერაზების მიერ გენის ტრანსკრიპციის შემდეგ, პირველადი mRNA ტრანსკრიპტის წარმოების მიზნით, საჭიროა შემდგომი დამუშავება სტაბილური და ფუნქციონალური მომწიფებული რნმ პროდუქტის შესაქმნელად. ეს მოიცავს დამუშავების სხვადასხვა საფეხურს, მათ შორის რნმ -ის დაშლას კონკრეტულ ადგილებში, ინტრონის მოცილებას, ე.წ შეხამება, რაც არსებითად ზრდის ტრანსკრიპტების რეპერტუარს და დამატებას 5'CAP. გენების უმეტესობის RNA დამუშავების კიდევ ერთი გადამწყვეტი მახასიათებელია 3 ′ დასრულება პირველადი ენდონუკლეოლიზური გახლეჩის გზით, რასაც მოყვება უმეტეს შემთხვევაში პოლი (A) კუდის დამატება, პროცესი, რომელსაც ეწოდება 3 ′ ბოლო გაყოფა და პოლიადენილაცია (CPA) რა

3'-პოლიადენილაცია

როგორც ჩანს 10.4 ნაწილში, პოლიადენილაცია არის აუცილებელი ნაბიჯი თითქმის ყველა mRNA ტრანსკრიპტის სწორი შეწყვეტისათვის. გარდა რეპლიკაციაზე დამოკიდებული ჰისტონის გენებისა, მეტაზოანური ცილა, რომელიც აკოდირებს mRNA– ს შეიცავს ერთგვაროვან 3 – ბოლოს, რომელიც შედგება ადენოზინების მონაკვეთისგან. გარდა ტრანსკრიფციის შეწყვეტისას ტრანსკრიპტის სწორი სიგრძის შემცირებისა, პოლი (A) კუდი ხელს უწყობს რნმ -ის მოლეკულის ბირთვიდან ციტოპლაზმაში გადაყვანას, ზრდის თარგმანის ეფექტურობას, მოქმედებს როგორც სიგნალის მახასიათებელი რნმ -ის დეგრადაციისათვის და ამით ხელს უწყობს ცილის წარმოების ეფექტურობას.

CPA ხორციელდება მრავალ ქვედანაყოფის 3 ′ ბოლო დამუშავების კომპლექსით, რომელიც მოიცავს 80 – ზე მეტს ტრანს მოქმედება ცილები, რომელიც შედგება ოთხი ძირითადი ცილის ქვეკომპლექსისგან (სურათი 10.20 ა). ესენი შედგება (1) გახლეჩისა და პოლიადენილაციის სპეციფიკური ფაქტორი (CPSF), რომელიც შედგება ცილების CPSF1-4, ფაქტორი ურთიერთქმედების PAPOLA და CPSF1 (FIP1L1) და WD განმეორებითი დომენი 33 (WDR33) (ნაჩვენებია მწვანე სურათზე 10.20 ა); (2) გახლეჩის სტიმულაციის ფაქტორი (CstF), ტრიმერი CSTF1-3 (წითლად არის ნაჩვენები ნახატზე 10.20 A; (3) განხეთქილების ფაქტორი I (CFI), ორი მცირე ზომის ნუდიქს ჰიდროლაზას 21 (NUDT21) ქვედანაყოფის ტეტრამერი და CPSF7 და/ან CPSF6 ორი დიდი ქვედანაყოფი (ნაჩვენებია ფორთოხალში დიაგრამა 10.20 ა); და (4) განხეთქილების ფაქტორი II (CFII), რომელიც შედგება პოლირბონუკლეოტიდ კინაზას ქვედანაყოფის 1 (CLP1) და PCF11 გაყოფისა და პოლიადენილაციის ფაქტორის ქვედანაყოფისაგან (PCF11) (ნაჩვენებია ყვითელში, სურათი 10.20 ა). დამატებით ფაქტორებს მიეკუთვნება სიმპლეკინი, პოლი (A) პოლიმერაზა (PAP) და ბირთვული პოლი (A) დამაკავშირებელი ცილები, როგორიცაა პოლი (A) დამაკავშირებელი ცილა ბირთვული 1 (PABPN1).

CPA ინიცირებულია ამ კომპლექსის მიერ აღიარების სპეციფიკური ცის-ელემენტების თანმიმდევრობა ახლადშექმნილ mRNA ტრანსკრიპტებში პოლიადენილაციის სიგნალებს (PAS). PAS თანმიმდევრობა ჩვეულებრივ შედგება ან კანონიკური AATAAA ჰექსამერისგან, ან ახლო ვარიანტისგან, რომელიც ჩვეულებრივ განსხვავდება ერთი ნუკლეოტიდით (მაგ., ATTAAA, TATAAA). ის განლაგებულია 10 -დან 35 ნუკლეოტიდებზე გაყოფის ადგილის ზემოთ (CS), რომელიც ჩვეულებრივ შეიცავს CA დინუკლეოტიდს. PAS ასევე განისაზღვრება მიმდებარე დამხმარე ელემენტებით, როგორიცაა U-up მდიდარი ელემენტები (USE), ან U-U მდიდარი და GU მდიდარი ელემენტები და G- მდიდარი თანმიმდევრობა (DSE).

როგორც კი ახალშობილის რნმ -ის მოლეკულა გამოდის რნმ -პოლიმერაზა II- დან (რნმ პოლ II), CPSF კომპლექსი მრავალრიცხოვანი ურთიერთქმედების შედეგად ირიცხება PAS ჰექსამერში. ამ მაკრომოლეკულური აპარატის წარმატებული შეკრების შემდეგ, CPSF3 ასრულებს ენდონუკლეოლიზურ გაწყვეტას, რასაც მოჰყვება არაშაბლონური დამატება დაახლოებით 50-100 A ნარჩენებით.

სურათი 10.20. ძირითადი 3 ′ ბოლო რნმ გადამამუშავებელი მანქანა და გავლენა ალტერნატიულ პოლიადენილაციაზე. (ბირთვი 3 ′ ბოლო გადამამუშავებელი აპარატი შედგება კომპლექსებისგან, რომლებიც შედგება რამოდენიმე ტრანს მოქმედების ცილებისგან, რომლებიც ურთიერთქმედებენ რნმ-თან მრავალი ცის ელემენტის საშუალებით (გამოყენება = ზედა რიგის ელემენტი; PAS = პოლი (A) სიგნალი; CS = განხეთქილების ადგილი; DSE = ქვედა რიგის ელემენტი ; CTD = C ტერმინალური დომენი). ამ კომპლექსების ერთობლივი ტრანსკრიპციისას ხდება რნმ-ის გაწყვეტა და პოლიადენილაცია, რომელიც წარმოქმნის ახალშობილ რნმ-ის მოლეკულის 3 ′ ბოლოს. (ყველა გენის 70% -ზე მეტს აქვს ერთზე მეტი პოლიადენილაციის სიგნალი (PAS). ეს იწვევს ტრანსკრიპტის იზოფორმებს, რომლებიც განსხვავდება mRNA 3 ბოლოს. მიუხედავად იმისა, რომ ალტერნატიული პოლიადენილაცია (APA) 3′UTR– ში ცვლის mRNA– ს თვისებებს (სტაბილურობა, ლოკალიზაცია, თარგმანი), შიდა PAS გამოყენება (ინტრონებში ან კოდირების თანმიმდევრობით (CDS)) ცვლის დაშიფრული ცილის C– ტერმინალს, რის შედეგადაც განსხვავებული ფუნქციური ან მარეგულირებელი თვისებები.

ფიგურა: ნურსი, ჯ., Et. ალ (2020) ბიომოლეკულები 10 (6): 915


ალტერნატიული პოლიადენილაცია (APA) ხდება მაშინ, როდესაც ერთზე მეტი PAS იმყოფება წინასწარ mRNA– ში და უზრუნველყოფს დამატებით სირთულის დონეს CPA– ს შუამავლობით RNA დამუშავებისას (სურათი 10.20 B). ადრეულმა კვლევებმა აჩვენა, რომ გენების მნიშვნელოვანი ნაწილი გადის APA– ს და ახალი თაობის RNA– ის თანმიმდევრობის ტექნოლოგიების მოსვლასთან ერთად, გენების ფართომასშტაბიანი რეგულირება აშკარა გახდა, ტრანსკრიპტომის დაახლოებით 70% –ს აქვს APA– ს რეგულირება. როგორც APA განსაზღვრავს 3′UTR შინაარსს და, შესაბამისად, mRNA– ს ხელთ არსებულ მარეგულირებელ მახასიათებლებს, გენის APA პროფილის ცვლილებებს შეიძლება ჰქონდეს უზარმაზარი გავლენა გამოხატულებაზე.

5'-CAP ფორმირება

ევკარიოტებში, 5 ′ თავსახური, რომელიც აღმოჩენილია mRNA მოლეკულის 5 ′ ბოლოში, შედგება გუანინის ნუკლეოტიდისგან, რომელიც დაკავშირებულია mRNA– სთან არაჩვეულებრივი 5 ′ – დან 5 ′ ტრიფოსფატის კავშირით (სურ. 10.21). ეს გუანოზინი მეთილირდება მე -7 პოზიციაზე, თავსახურის შემდეგ in vivo მეთილტრანსფერაზით. იგი მოხსენიებულია, როგორც 7-მეთილგუანილატის ქუდი, შემოკლებით მ7გ.

მრავალუჯრედულ ეუკარიოტებში და ზოგიერთ ვირუსში არსებობს შემდგომი ცვლილებები, მათ შორის mRNA– ს 5 ′ ბოლოდან პირველი 2 რიბოზული შაქრის 2 ′ ჰიდროქსი – ჯგუფის მეთილირება. Cap-1– ს აქვს მეთილირებული 2′ – ჰიდროქსი ჯგუფი პირველ რიბოზულ შაქარზე, ხოლო cap – 2– ს აქვს მეთილირებული 2 ′ – ჰიდროქსი ჯგუფები პირველ ორ რიბოზას შაქარზე. 5 ′ ქუდი ქიმიურად მსგავსია რნმ მოლეკულის 3 ′ ბოლომდე (რიბოზის 5 ′ ნახშირი არის შეკრული, ხოლო 3 ′-OH დაუკავშირებელი). ეს უზრუნველყოფს მნიშვნელოვან წინააღმდეგობას 5 ′ ეგზონუკლეაზების მიმართ.

snRNA– ები შეიცავს უნიკალურ 5 – კაფსულას. Sm კლასის snRNAs გვხვდება 5′-ტრიმეთილგუანოზინის თავსახურით, ხოლო Lsm კლასის snRNAs გვხვდება 5′-მონომეტილფოსფატის თავსახურით. ბაქტერიებში და პოტენციურად ასევე უფრო მაღალ ორგანიზმებში, ზოგიერთი რნმ – ის საფარი NAD– ით არის დაფარული+, NADH, ან 3′-დეფოსფო-კოენზიმი A. ყველა ორგანიზმში, mRNA მოლეკულების გათიშვა შესაძლებელია პროცესში, რომელიც ცნობილია როგორც მესინჯერი რნმ -ის გაშიფვრა.

7-მეთილგუანილატით დასაფარავად, დაფარვის ფერმენტის კომპლექსი (CEC) უკავშირდება რნმ პოლიმერაზას II ტრანსკრიფციის დაწყებამდე. როგორც კი ახალი ტრანსკრიპტის 5 ′ დასასრული გამოჩნდება რნმ პოლიმერაზა II– დან, ცესკო ახორციელებს დაფარვის პროცესს (ამგვარი მექანიზმი უზრუნველყოფს დაფარვას, ისევე როგორც პოლიადენილაციისას). დაფარვის ფერმენტები შეიძლება დაუკავშირდეს მხოლოდ რნმ პოლიმერაზა II- ს, რომელიც ჩართულია mRNA ტრანსკრიფციაში, რაც უზრუნველყოფს მ7G ქუდი თითქმის მთლიანად mRNA– სთან.

სურათი 10.21 7-მეთილგუანილატის CAP სტრუქტურა.

ფიგურა: ბრისბენიდან


5 ′ თავსახურს აქვს ოთხი ძირითადი ფუნქცია:

  1. ბირთვული ექსპორტის რეგულირება
  2. ეგზონუკლეაზების მიერ დეგრადაციის პრევენცია
  3. თარგმანის ხელშეწყობა (იხ. რიბოსომა და თარგმანი)
  4. 5 ′ პროქსიმალური ინტრონის ამოკვეთის ხელშეწყობა

პოლია კუდის გარდა, რნმ-ის ბირთვული ექსპორტი რეგულირდება თავსახური სავალდებულო კომპლექსით (CBC), რომელიც უერთდება 7-მეთილგუანილატით დაფარულ რნმ-ს (სურათი 10.22). CBC აღიარებულია ბირთვული ფორების კომპლექსის მიერ და mRNA ექსპორტირებულია. ციტოპლაზმაში ერთხელ თარგმანის პიონერული რაუნდის შემდეგ, CBC იცვლება eIF4F კომპლექსის მთარგმნელობითი ფაქტორებით eIF4E და eIF4G. შემდეგ ეს კომპლექსი აღიარებულია სხვა მთარგმნელობითი მექანიზმების ჩათვლით, რიბოსომის ჩათვლით, რაც ხელს უწყობს თარგმანის ეფექტურობას.

7-მეთილგუანილატით დაფარვა ხელს უშლის 5 დეგრადაციას ორი გზით. პირველი, mRNA– ის დეგრადაცია 5 ′ ეგზონუკლეაზებით არის აღკვეთილი ფუნქციურად 3 ′ ბოლომდე. მეორე, CBC და eIF4E/eIF4G ბლოკავს დაშლის ფერმენტების წვდომას ქუდზე. ეს ზრდის mRNA– ს ნახევარგამოყოფის პერიოდს, რაც აუცილებელია ევკარიოტებში, რადგან ექსპორტისა და თარგმნის პროცესებს მნიშვნელოვანი დრო სჭირდება.

მექანიზმი, რომელიც ხელს უწყობს 5 ′ პროქსიმალური ინტრონის ამოკვეთას შეჯვარების დროს, კარგად არ არის გასაგები, მაგრამ 7-მეთილგუანილატის თავსახური, როგორც ჩანს, შემოტრიალდება და ურთიერთქმედებს სპლიცეოზომთან, რაც პოტენციურად ასრულებს როლს შეჯვარების პროცესში.

7-მეთილგუანილატით დაფარული mRNA– ს დაშლა კატალიზირებულია მინიმუმ Dcp1 და Dcp2– ისგან შემდგარი დეკაპინგის კომპლექსით, რომელიც უნდა დაუპირისპირდეს eIF4E– ს ქუდის დასაკავშირებლად. ამრიგად, 7-მეთილგუანილატის ქუდი არის აქტიურად თარგმნილი mRNA მარკერი და გამოიყენება უჯრედების მიერ mRNA ნახევარგამოყოფის რეგულირებისათვის ახალი სტიმულების საპასუხოდ. დაშლის პროცესში, mRNAs შეიძლება გაიგზავნოს P- ორგანოებში. P- სხეულები არის მარცვლოვანი კერები ციტოპლაზმაში, რომლებიც შეიცავს მაღალი დონის ეგზონუკლეაზის აქტივობას.

სურათი 10.22 5-CAP მნიშვნელობა mRNA ტრანსკრიპტის სიცოცხლის განმავლობაში (ა) CBC საჭიროა mRNA წინასწარი დამუშავებისათვის. CBC– ის თანადაკავშირება 7mG– სთან შეკავშირებით ხელს უშლის mRNA– ის დეგრადაციის კომპლექსების [DXO (ექსორიბონუკლეაზის გათიშვა) და Dcp (mRNA– ს მოხსნა) Xrn2 (5′ – 3 ′ ეგზორიბონუკლეზა 2)] დეკაპინგს და ხელს უწყობს წინასწარი mRNA დამუშავებას. CBC რეკრუტირებას უკეთებს P-TEFb [Cdk9/Cyclin T1 (CycT1)] სპეციფიკური გენების ტრანსკრიფციის დაწყების ადგილებს, რომლებიც ხელს უწყობენ RNA pol II CTD– ს ფოსფორილირებას Ser2 ნარჩენებზე. ეს იწვევს შერწყმის ფაქტორების SRSF1 ჩათვლით, რომელიც არეგულირებს როგორც კონსტიტუციურ, ისე ალტერნატიულ შეჯვარების მოვლენებს. გარდა ამისა, CBC ურთიერთქმედებს დანადგარის დანაწევრების კომპონენტებთან, რაც იწვევს სპლიცეოზომურ შეკრებას. CBC ურთიერთქმედებს NELF– თან და ხელს უწყობს რეპლიკაციაზე დამოკიდებული ჰისტონის ტრანსკრიპტების mRNA წინასწარი დამუშავებას. (ბ) CBC ქმნის კომპლექსს Ars2- თან და ხელს უწყობს miRNA ბიოგენეზს pri-miRNA დამუშავების შუამავლობით. გ) CBC/Ars2 ხელს უწყობს რეპლიკაზე დამოკიდებული ჰისტონის ტრანსკრიპტების mRNA წინასწარი დამუშავებას. (დ) CBC ხელს უწყობს U snRNA ექსპორტს. CBC ურთიერთქმედებს PHAX– თან, რომელიც იღებს ექსპორტის ფაქტორებს CRM1 და RAN · GTP ჩათვლით. (ე) CBC ხელს უწყობს mRNA ექსპორტს. 300 – ზე მეტი ნუკლეოტიდის ტრანსკრიპტის ექსპორტისთვის, hnRNP C ურთიერთქმედებს CBC– სთან და აფერხებს CBC– სა და PHAX– ს შორის ურთიერთქმედებას, რაც საშუალებას აძლევს CBC– ს ურთიერთქმედება TREX– თან და ტრანსკრიპტი გადატანილ იქნას ციტოპლაზმში. CBC ურთიერთქმედებს PARN deadenylase– სთან და აფერხებს მის მოქმედებას, იცავს mRNA– ს დეგრადაციისგან. (ვ) CBC შუამავლობს თარგმანის პიონერულ რაუნდს. Cbp80 ურთიერთქმედებს CTIF– თან, რომელიც ახდენს 40S რიბოსომულ ქვედანაყოფს eIF3– ის საშუალებით mRNA– ს 5 ′ ბოლომდე თარგმანის დასაწყებად. იმპორტინ-β (Imp-β) იმპორტინ-α- ს (Imp-α) შეკავშირებისთანავე, mRNA გამოიყოფა CBC– დან და უკავშირდება eIF4E– ს თარგმანის სტანდარტული რეჟიმის დასაწყებად. CBC- ით შეკრული mRNP კომპონენტები, რომლებიც არ არის ნაპოვნი eIF4E- სთან დაკავშირებულ mRNP– ებში არის CTIF, ეგზონის შეერთების კომპლექსი (EJC) და PABPN1. (ზ) თარგმანის სტანდარტული მეთოდი შუამავლობს eIF4E თავსახური ცილა. eIF4E არის eIF4F კომპლექსის კომპონენტი, რომელიც ხელს უწყობს თარგმანის დაწყებას.

ფიგურა: Gonatopoulos-Pournatzis, T. and Crowing V. (2014) Biochemical Journal 457 (2): 231-42.

MRNA შეხამება

ევკარიოტული გენები, რომლებიც აკოდირებენ პოლიპეპტიდებს, შედგება კოდირების მიმდევრობისგან, რომელსაც ეწოდება ეგზონები (ყოფილი-on ნიშნავს, რომ ისინი არიან ყოფილიდაჭერილი) და ინტერვენციული თანმიმდევრობები ე.წ ინტრონები (int-რონი აღნიშნავს მათ intშემსრულებელი როლი). გადაწერილი რნმ-ის თანმიმდევრობა, რომელიც შეესაბამება ინტრონებს, არ აკოდირებენ ფუნქციური პოლიპეპტიდის რეგიონებს და ამოღებულია წინასწარი mRNA– დან დამუშავების დროს. მნიშვნელოვანია, რომ ყველა ინტრონ-კოდირებული რნმ-თანმიმდევრობა მთლიანად და ზუსტად ამოღებულ იქნეს წინასწარ mRNA– დან ცილის სინთეზამდე, რათა ეგზონით დაშიფრული რნმ – ის თანმიმდევრობა იყოს სათანადოდ შერწყმული ფუნქციური პოლიპეპტიდის კოდირებისათვის. თუ პროცესი ცდება თუნდაც ერთი ნუკლეოტიდით, გაერთიანებული ეგზონების თანმიმდევრობა შეიცვლება და შედეგად მიღებული პოლიპეპტიდი იქნება არაფუნქციური. ინტრონ-კოდირებული რნმ-თანმიმდევრობების ამოღების და ეგზონებით დაშიფრული პროცესების მოხსნის პროცესს ეწოდება რნმ -ის შერწყმა. ინტრონ-კოდირებული რნმ-ის თანმიმდევრობა ამოღებულია წინასწარი რნმ-დან, სანამ ის ჯერ კიდევ ბირთვშია. მიუხედავად იმისა, რომ ისინი არ ითარგმნება, ინტრონებს აქვთ სხვადასხვა ფუნქცია, მათ შორის გენის რეგულირება და mRNA ტრანსპორტი. ამ ცვლილებების დასრულების შემდეგ, სრულწლოვანი ტრანსკრიპტი, mRNA, რომელიც აკოდირებს პოლიპეპტიდს, ტრანსპორტირდება ბირთვიდან და განკუთვნილია ციტოპლაზმისათვის თარგმნისათვის. ინტრონები შეიძლება სხვადასხვაგვარად იყოს შერწყმული, რის შედეგადაც სხვადასხვა ეგზონი შედის ან გამორიცხულია mRNA- ს საბოლოო პროდუქტიდან. ეს პროცესი ცნობილია როგორც ალტერნატიული შეხამებარა ალტერნატიული შეხორცების უპირატესობა ის არის, რომ შესაძლებელია სხვადასხვა სახის mRNA ტრანსკრიპტების გენერირება, ყველა ერთი და იგივე დნმ -ის თანმიმდევრობით. ბოლო წლებში ნაჩვენებია, რომ ზოგიერთ არქეას ასევე გააჩნია უნარი შეაერთოს მათი წინასწარი mRNA.

შერევის რეაქცია კატალიზირებულია სპლიცეოსომა, მაკრომოლეკულური კომპლექსი, რომელიც წარმოიქმნება ხუთი მცირე ბირთვული რიბონუკლეოპროტეინებით (snRNPs), ეწოდება U1, U2, U4, U5 და U6 და დაახლოებით 200 ცილა (სურ. 10.23). სპლიცეოსომის შეკრება წინასწარ mRNA– ზე მოიცავს U1 snRNP, U2 snRNP, წინასწარ ჩამოყალიბებული U4/U6-U5 სამმაგი snRNP და Prp19 კომპლექსის შეკავშირებას. ეს შეკრება ხდება წინასწარ mRNA– ზე რამდენიმე მიმდევრობის ელემენტის აღიარებით, რომლებიც განსაზღვრავენ ეგზონ/ინტრონის საზღვრებს, რომელიც მოიცავს 5 ′ და 3 ′ შემაერთებელ ადგილებს (SS), ინტრონის ამოკვეთის 3 პოლიტიკურ თანმიმდევრობას, პოლიპირიმიდინს (Py ) ტრაქტი და ფილიალის წერტილის მიმდევრობა (BPS). პროცესის დროს სპლიცეოზომის შეკრება გამოსახულია ფიგურაში 10.23.

სურათი 10.23 სპლიცეოზომების შეკრებისა და წინასწარი mRNA შერწყმის სქემატური წარმოდგენა. შეჯვარების პროცესის პირველ ეტაპზე, 5 ′ შემაერთებელი ადგილი (GU, 5 ′ SS) არის შეკრული U1 snRNP– ით, ხოლო შემაერთებელი ფაქტორები SF1/BBP და U2AF თანამშრომლობით აღიარებენ განშტოების წერტილის მიმდევრობას (BPS), პოლიპირიმიდინს ( პი) ტრაქტი და 3 ′ შემაერთებელი ადგილი (AG, 3 ′ SS) კომპლექსის ასაწყობად. U2 snRNP– ის შეკავშირება BPS– ს შედეგად იწვევს სპლიცეოსომულ კომპლექსს A. შემდგომი ნაბიჯები იწვევს U4– ის შეკავშირებას/ U5 – U6 tri-snRNP და კომპლექსის წარმოქმნა B. კომპლექსი C იკრიბება გადაკეთების შემდეგ, რომელიც გამოყოფს U1 და U4 snRNP– ებს, რათა შეიქმნას კომპლექსი B*. კომპლექსი C პასუხისმგებელია SS– ზე ტრანსესტერიფიკაციის ორ რეაქციაზე. დამატებითი გადაწყობა იწვევს ინტრონის ამოკვეთას, რომელიც ამოღებულია ლარიატული რნმ -ის სახით და ეგზონების ლიგირება. U2, U5 და U6 snRNPs გათავისუფლებულია კომპლექსიდან და გადამუშავდება შემდგომი რაუნდის შეჯვარებისთვის.

ფიგურა: Suñé-Pou, M., et. (2017) გენები 8 (3): 87


ძუძუმწოვრებში, შერევის რეაქციის პირველი კატალიზური ნაბიჯი იწყება მაშინ, როდესაც U1 snRNP აკავშირებს ინტრონის 5 ′ SS (განსაზღვრულია AGGURAGU კონსენსუსის თანმიმდევრობით), ხოლო შემაერთებელი ფაქტორები SF1 და U2AF თანამშრომლობით აღიარებენ BPS, Py და 3 SS აწყობილი კომპლექსი E ან ვალდებულების კომპლექსი (სურათი 10.23). შემდგომში, U2 snRNP და დამატებითი ცილები რეკრუტირდება წინასწარი mRNA BPS– ში, რათა შეიქმნას წინასწარი სპლიცეოზომი ან კომპლექსი A. რნმ და რნმ-ცილის გადაჯგუფება სპლიცეოზომის გულში, U1 და U4 გამოიყოფა გააქტიურებული კომპლექს B ან კომპლექსი B*. ეს კომპლექსი პასუხისმგებელია პირველი კატალიზური ნაბიჯის შესრულებაზე, რომლის მეშვეობითაც ფოსფოდიესტერის კავშირი 5 ′ SS ინტრონი შეცვლილია BPS– ის ადენოზინის 2′ – ჰიდროქსილით, რათა შეიქმნას თავისუფალი 5 ′ ეგზონი და განშტოებული ინტრონი (სურ. 10.24). 2'-ჰიდროქსილის რეაქცია განშტოების ადენოზინის ნუკლეოტიდიდან ცნობილია როგორც a ტრანსესტერიფიკაციის რეაქციარა ამ პროცესის დროს ხდება დამატებითი გადაწყობა კატალიზური სპლიცეოზომის ან C კომპლექსის წარმოსაქმნელად (სურ. 10.23), რომელიც პასუხისმგებელია მეორე ტრანსესტერიფიკაციის რეაქციის კატალიზაციაზე, რაც იწვევს ინტრონის ამოკვეთას და ეგზონ -ეგზონური ლიგირებას (სურ. ა ლარის სტრუქტურარა მეორე კატალიზური ნაბიჯის შემდეგ, U2, U5 და U6 snRNPs გამოთავისუფლდებიან პოსტ-სპლიცეოზომული კომპლექსიდან და რეციკლირდება დამატებით რაუნდებში.

სურათი 10.24 ტრანსესტერიფიკაციის რეაქციები ჩართული mRNA შეხამებაში. (ა) მითითებულია წინასწარი mRNA სქემატური დიაგრამა ეგზონებითა და ინტრონებით. საკვანძო თანმიმდევრობაა საჭირო 5 'და 3' ინტრონის ადგილებზე შერევისათვის და ადენოზინის ნარჩენების განშტოების ამოცნობისა და პოზიციონირებისათვის პირველი ტრანსესტერიფიკაციის რეაქციისათვის. (ბ) ორი ტრანსსტერიფიკაციის რეაქციის სქემა, რომელიც საჭიროა ინტრონის მოცილებისთვის. ფილიალის წერტილი 2'-OH ნარჩენი შუამავლობს შეტევას 5'-ფოსფატზე ინტრონი გუანოზინის ნარჩენზე, რომელიც მდებარეობს 5'-შეხების ადგილას. ეს ათავისუფლებს ექსონის 1 -ის 3 'ჰიდროქსილს, რომელიც შემდგომში ახდენს შუალედურ მოქმედებას გუანოზინის პირველი ნარჩენის 5' ფოსფატის ექსონ 2 -ში. ინტრონი გუანინის ნარჩენის 3 'ჰიდროქსილი გამოიყოფა ლარიატის სტრუქტურის ფორმირებით და ექსონი 1 მიერთებულია ექსონ 2 -თან. რა


ალტერნატიული შეხამება (AS) გთავაზობთ დამატებით მექანიზმს ცილის წარმოებისა და ფუნქციის მარეგულირებლად. AS პარამეტრები განისაზღვრება გამოხატვის ან ზემოქმედების ქვეშ ტრანსში ელემენტები წარმოდგენილია უჯრედულ უნიკალურ ადგილებში და გარემოში. დამატებითი თანმიმდევრობის ელემენტები mRNA– ში, ცნობილია როგორც ეგზონურიდა ინტრონიკურიჩამხშობი ან გამაძლიერებლები (ESS, ISS, ESE და ISE, შესაბამისად), მონაწილეობენ AS– ის რეგულირებაში. რნმ-ის დამაკავშირებელი სპეციფიკური ცილები, მათ შორის ჰეტეროგენული ბირთვული რიბონუკლეოპროტეინები (hnRNPs) და სერინით/არგინინით მდიდარი (SR) ცილები, აღიარებენ ამ თანმიმდევრობას AS– ის დადებითად ან უარყოფითად (სურათი 10.25). ეს რეგულატორები, დამატებით დამხმარე ფაქტორთა რიცხვთან ერთად, ქმნიან საფუძველს სპეციფიკური მრნმ-ის დამუშავების მოვლენის სპეციფიკურობაში სხეულის სხვადასხვა უჯრედულ ადგილას.

ფიგურა 10.25 ალტერნატიული შეხამების (AS) რეგულირება მიერ ცის mRNA ელემენტები და ტრანს მოქმედება ფაქტორები. Ძირითადი ცის თანმიმდევრობის ელემენტები, რომლებიც განსაზღვრავენ ეგზონ/ინტრონის საზღვრებს (5 ′ და 3 ′ შემაერთებელი ადგილები (SS), GU-AG, პოლიპირიმიდინის (Py) ტრაქტი და განშტოების წერტილის მიმდევრობა (BPS)) ცუდად არის დაცული. დამატებითი გამაძლიერებელი და გამაგრილებელი ელემენტები ეგზონებსა და ინტრონებში (ESE: ეგზონური შემაერთებელი გამაძლიერებლები; ESI: ეგზონური შემახნევებელი დუმილი; ISE: ინტრონიკური შემაერთებელი გამაძლიერებლები; ISI: ინტრონიკური შემაერთებელი ჩამხშობი) ხელს უწყობს AS რეგულირების სპეციფიკას. ტრანს მოქმედება შემაერთებელი ფაქტორები, როგორიცაა SR ოჯახის ცილები და ჰეტეროგენული ბირთვული რიბონუკლეოპროტეინების ნაწილაკები (hnRNPs), აკავშირებენ გამაძლიერებლებთან და დამამშვიდებლებთან და ურთიერთქმედებენ სპლიცეოზომურ კომპონენტებთან. ზოგადად, SR ცილები, რომლებიც დაკავშირებულია გამაძლიერებლებთან, ხელს უწყობს ეგზონის განსაზღვრას და hnRNPs აფერხებს ამ პროცესს. ესენი ტრანს მოქმედება ელემენტები განსხვავებულად არის გამოხატული სხვადასხვა ადგილას ან გარემოს განსხვავებული სტიმულის ქვეშ, რათა დაარეგულიროს AS.

ფიგურა: Suñé-Pou, M., et. (2017) გენები 8 (3): 87


არსებობს AS– ის რამდენიმე განსხვავებული სახეობა, რომელიც შეიძლება დაიყოს ოთხ მთავარ ქვეჯგუფად. პირველი ტიპი არის ეგზონის გამოტოვება, რაც არის უმაღლესი ევკარიოტების მთავარი მოვლენა. ამ ტიპის მოვლენისას კასეტური ეგზონი ამოღებულია წინასწარი mRNA– დან (სურ. 10.26 ა). მეორე და მესამე ტიპები არის ალტერნატიული 3 ′ და 5 ′ SS შერჩევა (სურ. 10.26 ბ და გ). ამ ტიპის AS მოვლენები ხდება მაშინ, როდესაც spliceosome ცნობს ორ ან მეტ შემაერთებელ ადგილს ეგზონის ერთ ბოლოში. მეოთხე ტიპი არის ინტრონის შეკავება (სურ. 10.26 დ), რომლის დროსაც ინტრონი რჩება სექსუალურ mRNA ტრანსკრიპტში. ეს AS მოვლენა ბევრად უფრო ხშირია მცენარეებში, სოკოებსა და პროტოზოებში, ვიდრე ხერხემლიანებში. სხვა მოვლენები, რომლებიც გავლენას ახდენს ტრანსკრიპტის იზოფორმულ შედეგზე, მოიცავს ურთიერთგამომრიცხავ ეგზონებს (სურ. 10.26 ე), ალტერნატიული პრომოუტერის გამოყენებას (სურ. 10.26 ვ) და ალტერნატიულ პოლიადენილაციას (სურ. 10.26 გ).

სურათი 10.26 სხვადასხვა სახის ალტერნატიული ტრანსკრიპციული ან შემაერთებელი მოვლენების სქემატური წარმოდგენა, ეგზონებით (ყუთებით) და ინტრონებით (ხაზები). კონსტიტუციური ეგზონები ნაჩვენებია მწვანე და ალტერნატიულად შერწყმული ეგზონის მეწამულში. დაშლილი ხაზები მიუთითებს AS მოვლენაზე. ეგზონის გამოტოვება (); ალტერნატივა 3 ′ () და 5 ′ SS შერჩევა (); ინტრონის შეკავება (); ურთიერთგამომრიცხავი ეგზონები (); პრომოუტერის ალტერნატიული გამოყენება (); და ალტერნატიული პოლიადენილაცია () ნაჩვენებია მოვლენები. ალტერნატიული შერწყმის (AS) მსგავსად, ალტერნატიული პრომოტორისა და პოლიადენილაციის ადგილების გამოყენება საშუალებას აძლევს ერთ გენს დააკოდიროს მრავალი mRNA ტრანსკრიპტი.

ფიგურა: Suñé-Pou, M., et. (2017) გენები 8 (3): 87


40 ევკარიოტული რნმ დამუშავება

ევკარიოტული mRNA– ები უნდა გაიარონ დამუშავების რამდენიმე საფეხური, სანამ ისინი ბირთვიდან ციტოპლაზმაში გადადიან და ცილებად ითარგმნება. ევკარიოტული mRNA მომწიფების დამატებითი საფეხურები ქმნიან მოლეკულას, რომელიც ბევრად უფრო სტაბილურია ვიდრე პროკარიოტული mRNA. ევკარიოტული mRNAs ჩვეულებრივ გრძელდება რამდენიმე საათის განმავლობაში, ხოლო ტიპიური პროკარიოტული mRNA გრძელდება არაუმეტეს ხუთი წამისა.

MRNA ტრანსკრიპტი დაფარულია რნმ-სტაბილიზაციის ცილები რათა თავიდან იქნას აცილებული მისი დეგრადაცია დამუშავებისა და ბირთვის გარეთ გატანისას.

მზარდი ტრანსკრიპტის ერთ ბოლოს ემატება სპეციალური ნუკლეოტიდის „ქუდი“, რომელიც ასევე ხელს უწყობს დეგრადაციის თავიდან აცილებას და ეხმარება უჯრედს აღიაროს ეს მოლეკულა, როგორც mRNA, რომელიც უნდა ითარგმნოს.

ტრანსკრიფციის დასრულების შემდეგ, ფერმენტი ამატებს დაახლოებით 200 ადენინის ნარჩენების სტრიქონს mRNA- ის ბოლოს, ე.წ. პოლი-ა კუდირა ეს მოდიფიკაცია კიდევ უფრო იცავს წინასწარ mRNA დეგრადაციისგან და სიგნალებს უჯრედულ ფაქტორებზე, რომ ტრანსკრიპტი საჭიროა ციტოპლაზმში ექსპორტისთვის.

ევკარიოტული გენები შედგება ცილების კოდირების მიმდევრობისგან, რომელსაც ეწოდება ეგზონები (ყოფილი-on ნიშნავს, რომ ისინი არიან ყოფილიდაჭერილი) და intერევნის მიმდევრობები ე.წ ინტრონები (int-ron აღნიშნავს მათ intშემზარავი როლი, თქვენ ასევე შეგიძლიათ იფიქროთ მათზე intამომავალი თანმიმდევრობა). ინტრონები ამოღებულია წინასწარი mRNA– დან დამუშავების დროს. MRNA– ში ინტრონის თანმიმდევრობა არ ასახავს ამინომჟავებს, რომლებიც ცილების ნაწილი ხდებიან. აუცილებელია, რომ წინასწარი mRNA– ს ყველა ინტრონი მთლიანად და ზუსტად ამოღებულ იქნეს ცილის სინთეზამდე, რათა ეგზონები გაერთიანდეს ერთმანეთში და შეიმუშაოს სწორი ამინომჟავები. თუ პროცესი ცდება თუნდაც ერთი ნუკლეოტიდით, გაერთიანებული ეგზონების თანმიმდევრობა შეიცვლება და შედეგად მიღებული ცილა იქნება არაფუნქციური. ინტრონების მოცილებისა და ეგზონების შეერთების პროცესს ეწოდება შეხამება (სურათი 5). ინტრონები ამოღებულია და დეგრადირდება, სანამ წინასწარი mRNA ჯერ კიდევ ბირთვშია.

სურათი 5: ევკარიოტული mRNA შეიცავს ინტრონებს, რომლებიც უნდა იყოს გაყოფილი. ასევე ემატება 5 ′ ქუდი და 3 ′ კუდი.


PARPs და ADP-ribosylation რნმ ბიოლოგიაში: რნმ გამოხატვისა და დამუშავებიდან ცილის თარგმამდე და პროტეოსტაზამდე

ADP-ribosylation (ADPRylation) არის ცილების პოსტტრანსლაციული მოდიფიკაცია, რომელიც აღმოაჩინეს თითქმის ექვსი ათეული წლის წინ, მაგრამ ბევრი მნიშვნელოვანი კითხვა რჩება მის მოლეკულურ ფუნქციებსა და ბიოლოგიურ როლებთან დაკავშირებით, ასევე ADP-ribose (ADPR) ტრანსფერაზას ფერმენტების აქტივობასთან (PARP ოჯახის წევრები). ) რაც კატალიზაციას უკეთებს მას. მზარდი მტკიცებულება მიუთითებს იმაზე, რომ PARP– ის შუამავლობით ADPRylation მოვლენები წარმოადგენს ცილის ბიოსინთეზური გზის ძირითად მარეგულირებელს, რასაც იწვევს rDNA ტრანსკრიფცია და რიბოსომების ბიოგენეზი mRNA სინთეზამდე, დამუშავებასა და თარგმანამდე. ამ მიმოხილვაში ჩვენ აღწერს PARP ცილებისა და ADPRylation- ის როლს ამ გზის ყველა ასპექტში. PARP-1 და მისი ფერმენტული აქტივობა არის rDNA ტრანსკრიფციის ძირითადი მარეგულირებელი, რაც არის გადამწყვეტი ნაბიჯი რიბოსომების ბიოგენეზში. PARP– ის განვითარებადი როლი mRNA– ს ალტერნატიულ შეჯვარებაში, ისევე როგორც mRNA– ების პირდაპირი ADP რილაცია, ხაზს უსვამს PARP წევრების როლს რნმ – ს დამუშავებაში. გარდა ამისა, PARP აქტიურობა, სტიმულირებული უჯრედული სტრესებით, როგორიცაა ვირუსული ინფექციები და ER სტრესი, იწვევს mRNA სტაბილურობისა და ცილის სინთეზის რეგულირებას პოსტტრანსკრიპციული მექანიზმების საშუალებით. ამ პროცესებში PARP აქტივობის დარღვევამ შეიძლება ხელი შეუწყოს დაავადების მდგომარეობას. ერთობლივად, ეს შედეგები ხაზს უსვამს PARP ოჯახის წევრებისა და ADPRylation- ის მნიშვნელობას გენების რეგულირებაში, mRNA დამუშავებასა და ცილის სიჭარბეში. ამ სფეროებში მომავალი კვლევები ახალ შეხედულებებს მოგვცემს ფუნდამენტურ მექანიზმებსა და უფრო ფართო სარგებელს PARP- მიზნობრივი თერაპიული აგენტებისათვის.

საკვანძო სიტყვები: ADP-ribosylation (ADPRylation) დნმ-ის დაზიანება PARP ინჰიბიტორები (PARPi) რნმ სტაბილურობა mRNA დამუშავება mRNA შერწყმა mRNA თარგმანი მონო (ADP-ribose) (MAR) პოლი (ADP-ribose) (PAR) პოლი (ADP-ribose) პოლიმერაზა (PARP) rRNA რიბოზომის სინთეზი ბიოგენეზის სტრესული რეაქციები.



7.00x ბიოლოგიის შესავალი - ცხოვრების საიდუმლო

პროფესორი ერიკ ლენდერი

მომდევნო კომპეტენციის გამოცდა 2021 წლის ოქტომბრის ბოლოს ტარდება.

გამოიკვლიეთ ცხოვრების საიდუმლოება ბიოქიმიის, გენეტიკის, მოლეკულური ბიოლოგიის, რეკომბინანტული დნმ -ის, გენომიკისა და რაციონალური მედიცინის საფუძვლების მეშვეობით.

ClassCentral მიმოხილვები »

ჩვენ გვაქვს საინტერესო შესაძლებლობა, რომელიც დაკავშირებულია 7.00x– თან: ბიოლოგიის შესავალი - ცხოვრების საიდუმლო. ჩვენ გთავაზობთ საფუძვლიან და მძლავრ საშუალებას edX- ის შემსწავლელთა სერტიფიცირებისათვის MITx შესავალი ბიოლოგიის შინაარსში, MITx 7.00x ბიოლოგიის კომპეტენციის გამოცდის მეშვეობით.


7.05x ბიოქიმია: ბიომოლეკულები, მეთოდები და მექანიზმები

პროფესორი მაიკლ იაფი

პირველ რიგში 7.00x დასრულება რეკომენდირებულია.

ინსტრუქტორების შემდგომი სირბილი დაიწყო 2021 წლის 20 აპრილს. კომპეტენციის გამოცდა გრძელდება 2021 წლის 29 ივნისის კვირას.

გააუმჯობესეთ თქვენი მეცნიერული აზროვნება და მონაცემთა ანალიზის უნარი ამ ღრმა თავგადასავლებით ბიოქიმიის საშუალებით.


7.06.1x უჯრედის ბიოლოგია: ტრანსპორტი

პროფესორები ფრენკ სოლომონი და ბეკი ლამასონი

ჯერ რეკომენდირებულია შეავსოთ 7.00x და 7.05x.

კურსი კვლავ გაგრძელდება 2021 წლის განმავლობაში.

როგორ ვიცით რა ვიცით უჯრედების შესახებ? გააუმჯობესეთ თქვენი მეცნიერული აზროვნება და მონაცემთა ანალიზის უნარი ამ ღრმა თავგადასავლით უჯრედის ბიოლოგიის საშუალებით.


7.06.2x უჯრედის ბიოლოგია: სიგნალიზაცია

პროფესორები იენ ჩიზმანი და ფრენკ სოლომონი

ჯერ რეკომენდირებულია შეავსოთ 7.00x, 7.05x და 7.06.1x.

კურსი დასრულდა 2021 წლის თებერვალში. ჩვენ გამოვაცხადებთ მოგვიანებით 2021 წლის შეთავაზებას.

როგორ ვიცით რა ვიცით უჯრედების შესახებ? გაზარდეთ თქვენი მეცნიერული აზროვნება და მონაცემთა ანალიზის უნარი ამ სიღრმისეული თავგადასავლებით უჯრედის ბიოლოგიის საშუალებით.


7.06.3x უჯრედის ბიოლოგია: ციტოსკლეონი და უჯრედის ციკლი

პროფესორი იენ ჩიზმენი

ჯერ რეკომენდირებულია შეავსოთ 7.00x, 7.05x, 7.06.1x და 7.06.2x.

ეს ახალი კურსი იწყება 2021 წლის 8 ივნისს!

როგორ ვიცით რა ვიცით უჯრედების შესახებ? გააუმჯობესეთ თქვენი მეცნიერული აზროვნება და მონაცემთა ანალიზის უნარი ამ ღრმა თავგადასავლით უჯრედის ბიოლოგიის საშუალებით.


7.06.4x უჯრედის ბიოლოგია: იმუნური პასუხები და მასპინძელ-პათოგენური ურთიერთქმედება

პროფესორები ბეკი ლამასონი და სებასტიან ლურიდო

პირველად რეკომენდირებულია 7.00x, 7.05x, 7.06.1x, 7.06.2x, 7.06.3x დასრულება.

ეს ახალი კურსი იწყება დაახლოებით 2021 წლის ოქტომბერში!

როგორ ვიცით რა ვიცით უჯრედების შესახებ? გაზარდეთ თქვენი მეცნიერული აზროვნება და მონაცემთა ანალიზის უნარი ამ სიღრმისეული თავგადასავლებით უჯრედის ბიოლოგიის საშუალებით.


7.28.1x მოლეკულური ბიოლოგია: დნმ -ის რეპლიკაცია და შეკეთება

პროფესორები სტივენ ბელი და ტანია ბეიკერი

ჯერ რეკომენდირებულია შეავსოთ 7.00x და 7.05x.

შემდგომი კურსი დაიწყება 2021 წლის 13 ივლისს და 2021 წლის 5 ოქტომბერს, როგორც ინსტრუქტორებს (დავალების ვადები).

სიღრმისეული თავგადასავალი დნმ-ის რეპლიკაციისა და შეკეთების გზით, თქვენი მეცნიერული აზროვნებისა და ექსპერიმენტული დიზაინის უნარების გასაძლიერებლად.

7.28x სერიამ ClassCentral- ის სიაში შეადგინა ყველა დროის საუკეთესო ონლაინ კურსები. ClassCentral მიმოხილვები »


7.28.2x მოლეკულური ბიოლოგია: ტრანსკრიფცია და ტრანსპოზიცია

პროფესორები სტივენ ბელი და ტანია ბეიკერი

პირველ რიგში 7.28.1x დასრულება რეკომენდირებულია.

კურსი გაიხსნა 2021 წლის 19 იანვარს თვითმავალი სწავლისთვის.

გააძლიერე შენი სამეცნიერო აზროვნება და ექსპერიმენტული დიზაინის უნარი ამ ავანტიურაში ტრანსკრიპციისა და ტრანსპოზიციის გზით.


7.28.3x მოლეკულური ბიოლოგია: რნმ დამუშავება და თარგმანის თარგმანი

პროფესორები სტივენ ბელი და ტანია ბეიკერი

პირველ რიგში 7.28.1x და 7.28.2x შევსება რეკომენდირებულია.

კურსი გაიხსნა 2021 წლის 19 იანვარს თვითმავალი სწავლისთვის.

გააძლიერე შენი სამეცნიერო აზროვნება და ექსპერიმენტული დიზაინის უნარი ამ ავანტიურაში RNA დამუშავებისა და თარგმანის საშუალებით.


7. QBWx რაოდენობრივი ბიოლოგიის სემინარი

MIT ბიოლოგიის დეპარტამენტი

თვითმავალი სწავლა დაიწყო 2021 წლის 1 ივნისს. კურსი იყენებს MATLAB, R და Python 3.7 და აქვს დამოწმებული სიმღერა ერთუჯრედიანი გენის გამოხატვის სწავლების თანმიმდევრობით.

სემინარის სტილის შესავალი ბიოლოგიურ კვლევაში გამოყენებული ინსტრუმენტებისთვის. აღმოაჩინეთ როგორ გაანალიზოთ მონაცემები გამოთვლითი მეთოდების გამოყენებით.

ეს კურსი [7.00x] არის გასაოცარი! სულ მიყვარს. რთული პრობლემების კომპლექტი, პროფესორ ლენდრის კრისტალურად სუფთა ლექციები, თანამოაზრეების ხელმძღვანელობა (ფორუმებზე) და ღრმა ჩაძირვები- სხვა რა უნდა გქონდეს კარგ კურსში. კარგი სამუშაო 7.00x გუნდი!

ნალინ ვენკატ სამერა CourseTalk– ზე

მე გავაკეთე 30 – ზე მეტი MOOCS და [7.00x] განაკვეთი სამეულში - როგორც პროფესორი ლენდერსი ამბობს, რომ ეს არის დინამიური სფერო და თქვენ ისწავლით მასალას, რომელიც არის წამყვანი ზღვარზე, რაც ხდება - მოემზადეთ საათების დასაყენებლად და მოხიბლული იყოს.

ალან მაკრინდლი CourseTalk– ზე

მე კვლავ ვაფასებ [7.00x] კურსის მასალას.

CourseTalk– ის სტუდენტი

მე ნამდვილად მომეწონა ეს კურსი [7.28.1x]. ნათელი, მიმზიდველი და შინაარსობრივი ლექციებიდან, შესაბამისი და რთული ვიქტორინებიდან და დამატებითი დახვეწილობანი. რა გმადლობთ ამ ფანტასტიკური რესურსის შეკრებისთვის!

CourseTalk– ის სტუდენტი

I found it absolutely awe inspiring to learn just how much we now know about DNA replication and repair. The course [7.28.1x] will leave you in awe of the intricate machinery of our bodies (and those of E. coli), as well as give you a deep respect for the researchers who are busy bringing to light an ever increasing knowledge of DNA mechanisms. It will also give you an admiration for instructors who can explain this knowledge to others. Five stars certainly!

student on CourseTalk

The contents of this class [7.28.1x] are cutting-edge. The instructors and the designers of the educational materials have done an outstanding job here. The use of multimedia in the quizzes and exercise is extremely clever. რა I feel now that I can understand the life science articles in magazines such as Nature or Science much better.

Gi Ibsganich on CourseTalk

If you're expecting a traditional biology course where you memorize terms and spit them back out, then this [7.28.1x] would not be the course for you. I've always held MIT to be the equivalent of Ivy League standards and this course gives a valid and just assessment towards that end. რა The core bulk. focuses on your ability to think and apply what you've learned to scenarios that are presented to you. რა Every quiz has questions that a person would encounter if they worked in a real world biology lab. Overall it has been an excellent teacher and course.

student on CourseTalk

Copyright © 2021 Massachusetts Institute of Technology. Ყველა უფლება დაცულია.


Additional Processing

Before the mRNA leaves the nucleus, it is given two protective “caps” that prevent the ends of the strand from degrading during its journey. The two ends of a DNA strand are referred to as 3′ and 5′, which references the position of sugar molecules in the DNA. The 5′ cap is placed on the 5′ end of the mRNA. The poly-A tail , which is attached to the 3′ end, is usually composed of a long chain of adenine (A) nucleotides. These changes protect the two ends of the RNA from being broken down by other enzymes in the cell.

A nucleotide sugar is composed of 5 carbons each one is numbered (the apostrophe ” ‘ ” is called “prime”). Phosphates bind to the 3′ carbon and the 5′ carbon of each sugar. One end of a DNA or RNA molecule ends with the 3′ carbon exposed and the other side ends with a phosphate attached to the last sugar’s 5′ end. This is why one end is referred to as 3′ and the other end is referred to as 5’.


Coupled RNA Processing and Transcription of Intergenic Primary MicroRNAs

FIG. 1 Genomic clusters display distance constraints. (A) Histogram showing the number of miRNA clusters (y axis) falling in each spacing category, spanning from 0.1 to 2.0 kb (x axis) (B) table showing the number of clusters in each distance subcategory (inter-miRNA distance [ID]). FIG. 2 Drosha cleavage induces transcriptional attenuation. (A) Schematic representation of dicistronic constructs containing pre-miR-223 and pre-miR-196a-1 under the control of the miR-23a promoter (black arrow) Spacer lengths are indicated in the dashed insert. t-WT contains wild-type pri-miR-223, t-mut has a suboptimal Drosha cleavage site, and t-X lacks the miR-223 hairpin. (B) Histograms show the level of miR196a-1 and miR-223 accumulation measured by qRT-PCR analysis on total RNA. ამისთვის t-X constructs, miR196a-1 values were compared with the levels of miR-223 expressed from a cotransfected plasmid. 2 −ΔΔCt , threshold cycle. (C) The upper panel shows human pre-miR-223 and 5′→3′ flanking sequences. The boxed sequence has been deleted in the t-mut constructs. For the lower panel, Northern blot analysis was performed with 10 μg of total RNA from HeLa cells untreated (lane −) or transfected with miR-WT or miR-mut plasmids. U2 snRNA was used as the loading control. Quantitation of the signals is shown below each lane. (D) Pol II ChIP of -WT, -mutდა t-X constructs containing 0.5-, 2.0-, and 3.0-kb spacer sequences. ის y axis shows ChIP values as ratios of “b” versus “a” regions. Oligonucleotide pairs (“a” and “b”) are positioned as indicated by arrows in panel A. Error bars show standard errors of the mean based on three independent experiments. FIG. 3 Distance effect on natural clusters. (Left panel) Schematic representation of miR-507∼miR-506 cluster constructs. Spacer lengths are indicated in the dashed insert. (Middle and right panels) Histograms showing the level of miR-506 and miR-507 accumulation measured by qRT-PCR. ამისთვის 507-X constructs, miR-506 values were compared with the levels of miR-507 expressed from a cotransfected plasmid. 2 −ΔΔCt , threshold cycle. Error bars show standard errors of the mean based on three independent experiments. FIG. 4 Xrn2 is associated with miRNA chromatin. (A) Xrn2 ChIP on endogenous miR-23a-1 და let-7a-1 loci. The downstream region of the β-actin gene poly(A) site (3′-ACT) was used as the positive control. β-actin (ACT Ex3) and tRNA coding regions act as negative controls. The histogram shows enrichments over the tRNA. (B) Schematic representation of Drosha and Xrn2 action together with the oligonucleotides utilized. The drawing corresponds to nascent pri-miRNAs transcribed from the different tandem constructs. (C) Xrn2 ChIP on chromatin from -WT3.0-, -mut3.0-, and -X3.0-transfected cells. The histogram shows the ratio between Xrn2 immunoprecipitation values in “b” regions (B) and the neomycin gene (“neo”) carried by each plasmid. (D) The histogram shows miR-196a-1 accumulation from mock- or Xrn2-depleted cells (white and black bars, respectively), transfected with three different tandem constructs. The relative ratios between miR-196a-1 and miR-223 obtained from Northern blot signal quantification (y axis) for the different t-WT constructs utilized (x axis) are indicated. Gels are provided in Fig. S2B in the supplemental material. (E) RNA analysis of 3′-cutoff transcripts from the t-WT3.0 construct expressed in mock- and Xrn2-depleted cells. qRT-PCR for the “c” region (B) and neomycin gene was performed with the C-F and C-R and neo-F and neo-R oligonucleotide pairs. (F) let-7a-1let-7f and β-actin transcript analysis in mock- and Xrn2-depleted cells. The histogram shows the levels of the 3′-cutoff products identified by qRT-PCR normalized against specific 5′ regions (3′/5′ probes). Positions of the oligonucleotide pairs are shown in Fig. S2C in the supplemental material. Error bars show standard errors of the mean based on three independent experiments. FIG. 5 Effects of miRNA, mRNA, and snRNA Pol II promoters on Drosha recruitment. (A) The left panel shows a schematic representation of the t-WTp23 (black arrow) and t-WTCMV (white arrow) dicistronic constructs. Spacer lengths are indicated in the dashed insert. The right panel is a histogram showing the ratio of miR196a-1 to miR-223 accumulation levels measured by qRT-PCR. (B) The left panel shows a schematic representation of the miR, PGK, U1, and CMV constructs. Regulatory sequence elements of each promoter are boxed in white. The right panel show a histogram of Drosha versus Pol II ChIP on PGK, U1, and CMV constructs after cotransfection with the miR construct in HeLa cells. The amplified regions are indicated by the arrows in the scheme. Raw data for Drosha and Pol II ChIP are listed in Fig. S3A in the supplemental material. Error bars show standard errors of the mean based on three independent experiments. FIG. 6 The “miRNA factory” model. Coupling between transcription and RNA processing of independently transcribed miRNAs is shown.

დისკუსია

Comparison with the ეკოლი ribosome

Overall the yeast ribosome is strikingly similar to the ეკოლი ribosome at a comparable resolution ( Fig. 1). It is somewhat larger and more elaborated morphologically, but the degree of agreement in the shapes as the structures are rotated is remarkable. For many features the difference is a matter of degree generally the ეკოლი ribosome has a counterpart feature to the yeast, but it is less strongly expressed. Particularly notable is the small subunit beak.

In most of the views shown in Figure 1 (except for panels B, F and G) the yeast ribosome strongly resembles the 70S ეკოლი ribosome. The principal difference is in the shape of the small subunit. In views where the small subunit is seen in lateral view (e.g. Fig. 1B and C) the characteristically eubacterial versus eukaryotic features of this subunit allow the two ribosomes to be identified unambiguously. თუმცა ეკოლი 30S subunit is now recognized as having a broad nose-like front portion to the head, with a very marked bend to the tip, the beak or bill of the eukaryotic subunit differs in its greater degree of extension. Likewise, the crest described for the eukaryote ( 22–24) remains a key identification element, even subsequent to recognition (e.g. Fig. 4E and F in 18) of a comb- or wattle-like feature trailing down the back of the neck of the ეკოლი subunit (see 19, fig. 4A and B). The eukaryotic crest is a feature of the head თავისთავად and has not been observed to lie along the neck.

The features that do differ tend to be peripherally located. In the 40S subunit we see no trace of the spur feature noted for the ეკოლი subunit ( 10, 18, 19), but rather a broad square base. The classical eukaryotic feet ( 3, 25) are recognizable, though not highly elaborated in this yeast structure a small conical front foot can be discerned ( Fig. 1A and H–J). Also, the platform, while now recognized as a well-developed feature in eukaryotes (cf. 3), is nevertheless not as extended in the yeast structure as in the ეკოლი structure ( Fig. 1D).

Recent ეკოლი ribosome reconstructions ( 16, 18, 19) have revealed some surprising features, which in fact serve to increase the resemblance to the 40S subunit, with all of its so-called eukaryotic additions. Among the most marked similarities are comparable morphologies of the head, platform and the groove that constitutes the interface surface of the small subunit neck. Exploded views ( Fig. 1K) reveal virtually identical morphologies in this key region of the translational domain (see below).

For rotations in which there is a difference in overall form between the two ribosome structures this difference is usually attributable to the larger and more ellipsoidal form of the 60S subunit, as compared with the globular 50S subunit of the ეკოლი ribosome. The 60S subunit is characterized by its obliquity (relative to an axis in which the central protuberance is directed vertically), with a trapezoidal rather than circular outline. On the side of the ribosome bearing the so-called L1 analog arm the base of the subunit has a strongly diagonal facet that seems to represent a local concentration of ribonucleoprotein not seen in the 50S subunit.

Low density internal features of the 60S subunit. Stereo representation of the yeast ribosome in a side by side view (cf. Fig. 2C for identification of features in the same view), with a portion of the structure in front cut away. This allows recognition of two of the principal low density features, or presumptive tunnels, that traverse the 60S subunit between the IC (upper left ends of dashed lines) and the mid and lower back (lower right ends of dashed lines) of the subunit. The straight dashed line indicates the axis of the very large tubular feature that is bisected by the clipping plane in this representation. It traverses the subunit in a plane markedly to the stalkward side of the midline of the subunit (i.e. the top-to-bottom axis when the subunit is in the crown orientation, with the CP at the top). Although it is roughly linear, it has one notable branch (not shown) that runs nearly vertically to a point behind the CP. The curved line indicates a route through the more variable tunnel, from the IC into a goblet-shaped wide segment that then rapidly tapers and emerges via a small hole in the lower back of the subunit. The goblet portion has a ruffled lip but is completely open to the IC entry region. This variable tunnel runs more or less parallel to the midline of the subunit. It is clearly homologous to the tunnel seen in the ეკოლი ribosome (18,19 Penczek და სხვები, submitted for publication) and recent ligand studies on yeast ribosomes (see text) implicate it in co-translational movement of the nascent polypeptide chain. Note that the resolution limitation has been relaxed slightly in this representation, to allow optimal delineation of the internal features. However, the same morphology is clear at the reproducible resolution of 35 Å.

Low density internal features of the 60S subunit. Stereo representation of the yeast ribosome in a side by side view (cf. Fig. 2C for identification of features in the same view), with a portion of the structure in front cut away. This allows recognition of two of the principal low density features, or presumptive tunnels, that traverse the 60S subunit between the IC (upper left ends of dashed lines) and the mid and lower back (lower right ends of dashed lines) of the subunit. The straight dashed line indicates the axis of the very large tubular feature that is bisected by the clipping plane in this representation. It traverses the subunit in a plane markedly to the stalkward side of the midline of the subunit (i.e. the top-to-bottom axis when the subunit is in the crown orientation, with the CP at the top). Although it is roughly linear, it has one notable branch (not shown) that runs nearly vertically to a point behind the CP. The curved line indicates a route through the more variable tunnel, from the IC into a goblet-shaped wide segment that then rapidly tapers and emerges via a small hole in the lower back of the subunit. The goblet portion has a ruffled lip but is completely open to the IC entry region. This variable tunnel runs more or less parallel to the midline of the subunit. It is clearly homologous to the tunnel seen in the ეკოლი ribosome (18,19 Penczek და სხვები, submitted for publication) and recent ligand studies on yeast ribosomes (see text) implicate it in co-translational movement of the nascent polypeptide chain. Note that the resolution limitation has been relaxed slightly in this representation, to allow optimal delineation of the internal features. However, the same morphology is clear at the reproducible resolution of 35 Å.

While these external aspects of the large subunit show what appear to be evolution-related mass increases, the interface aspect strikingly does not. From the interface side exploded views of the ეკოლი and yeast ribosomes ( Fig. 1K) show the 60S subunit to be highly similar to the 50S subunit. The central IC feature is virtually identical in form and trend in the two structures and the three peripheral protuberances characteristic of the classical ‘crown’ orientation of the subunit show an excellent match. It may well be significant that in terms of features of the interface region the 50S and 60S subunits are very similar, while in regions more distant from this surface they diverge.

In orthogonal rotations around the vertical axis the 60S subunit appears little different from the 50S subunit, notably in the kidney view seen when the subunits are in a side-by-side rotation of the ribosome ( Fig. 1E and J).

Comparison with ribosomes from higher eukaryotes

This report characterizes the third medium resolution eukaryotic ribosome structure to be achieved by cryo electron microscopic methods, after the wheatgerm ( 3) and rabbit (40S subunit only 24) ribosomes. In comparing the constituents of these three ribosomes we note that the yeast and plant rRNAs are quite similar in size, while the mammalian rRNAs are larger, by ∼10% for the 40S subunit and by nearly 33% for the 60S subunit ( 26). The current catalog of ribosomal proteins is probably complete for yeast and mammals. The latter have only a single additional protein, although many mammalian ribosomal proteins are slightly larger than their yeast homologs. While we as yet lack sufficient data to fully evaluate the plant ribosomal proteins, there is no reason to believe, from the data described thus far, that they will be appreciably different.

The principal difference between the two 80S ribosome structures, wheatgerm and yeast, is a difference in proportions. Relative to the wheatgerm structure, the yeast ribosome appears more compact in height and width ( Fig. 2C) and notably more globular. It is also greater in thickness (see below). Compared with the wheatgerm structure, resolution into two separate subunits is superior for the yeast structure in the lower or body portion of the ribosome. Except for the central bridge and the bridge between the bases, the two subunits are completely distinct, at least at the threshold used in this study.

The notable difference in thickness between the yeast and wheatgerm structures points up a cautionary note. Several differences in methods exist between the studies, which make a strict comparison problematical. The wheatgerm data had a missing cone of angular information, due to the random conical tilt geometry used, which was compensated for by the use of POCS techniques (see for example 11). In the yeast study, however, angular space was completely (albeit unevenly) infilled and POCS was not applied. Moreover, a different back-projection algorithm was used, in which a constraint similar to one of the POCS constraints was in effect. As well as this difference in data collection geometry and computational techniques between the studies, one preparational difference cannot be excluded as having some bearing on the comparison. The yeast ribosomes were high salt washed, in order to ensure that non-ribosomal components were not present. This could possibly give rise to an enhanced openness of the upper intersubunit space. However, the ability to visually separate the subunits is probably due more to higher effective resolution (due to the far larger number of projections in the image data set used for reconstruction) than to stripping off of factors and ligands.

One final comparison with a 40S ribosome structure from rabbit reticulocytes ( 24) is surprising. The yeast small subunit structure in both frontal and lateral views more strongly resembles this mammalian 40S subunit structure than it does the wheatgerm 40S structure. (Intermediate views of the rabbit structure were compromised by loss of information in certain angular ranges due to the missing cone.) Particularly for the crest, beak, enrolled front lobe ( 23), cupped platform and pointed front foot the agreement is unexpectedly good. Why the details of the morphology of the yeast 40S subunit should resemble those seen for a mammalian subunit (which has a slightly larger 18S RNA) more closely than those seen for a higher plant (with an 18S RNA very similar in size to that of yeast) is unclear. The data collection and methods of analysis of the two earlier structures, rabbit and wheatgerm, were closely similar to one another, whereas the methods for yeast ribosome analysis were in some respects closer to the methods used for the ეკოლი reconstructions (where data from a larger angular range could be used see for example 18, 19).

Internal structure of the yeast ribosome: the exit tunnel

Since completion of the reconstruction reported here recent continued studies at improving resolution on the ეკოლი and yeast ribosomes ( 21 Malhotra და სხვები, submitted for publication Verschoor და სხვები, work in progress) have led to the consistent finding of a low density ‘tunnel’ feature extending from the IC to the lower back of the large subunit. Although other prominent low density features can be discerned in individual reconstructions, the siting and orientation of what is apparently a conserved feature is of primary interest.

Although we are interested in eukaryotic specializations related to, for example, membrane attachment, we must first identify features related to the most universal functions in the translation process. If we accept the experimental evidence that a tunnel traverses the large ribosomal subunit for the purpose of conducting the nascent chain from the peptidyltransferase center (PTC) then we should be able to identify this tunnel feature in eubacteria, Archaea and eukaryotes. The existence of such a tunnel through the large subunit is strongly implied by studies involving iodide ion quenching of nascent chain photoreactive probes (see for example 27), in which the nascent chain is shown not to be exposed to the cytoplasm in membrane-bound ribosomes.

It is surprising, at the moderate resolution of this study, that a feature as small as the exit hole should be so distinct. The 60S subunit can be sighted through from the IC side ( Fig. 2A) to the back ( Fig. 2) at an only slightly elevated threshold. There is a clear qualitative difference between this unique feature and the larger, smooth holes or cavities that appear as the structure pinches out in thin regions once a locally critical threshold is reached. Internally the effects of resolution limitation can be seen in the fact that the goblet structure, although open to and in communication with the IC, retracts away from it to form the wavy rim feature.

At higher resolution in both ეკოლი ( 18, Figs 3 and 4 19, Fig. 2) and yeast ( 21 Verschoor და სხვები, work in progress) the tunnel is seen to be more tubular, i.e. less variable in width than the rapid taper seen in the present yeast structure. However, not only is the trend of the feature identical, but the siting of the exit hole on the lower back of the large subunit also corresponds precisely. This hole has subsequently been demonstrated to be involved in post-translational processing of the nascent chain. In a study just completed on a 3D reconstruction of the yeast sec61p-ribosome complex ( 21) the central pore of the sec61p complex, which is involved in signal sequence recognition and binds directly to the ribosome, aligns precisely with the hole marking the debouchement of this tunnel feature, suggesting that the nascent chain is conducted successively through tunnel and pore after its formation at the PTC.

Thus we are able to use the strong structural conservation of the ribosome to delineate internal features that are strikingly alike in ribosomes from different taxa. Ligand experiments such as the one just described can then confirm that these well-characterized morphological features interact with ligands of known function, which demonstrates that we are indeed justified in assigning functional roles to such features.


RNA Processing in Eukaryotes

After transcription, eukaryotic pre-mRNAs must undergo several processing steps before they can be translated. Eukaryotic (and prokaryotic) tRNAs and rRNAs also undergo processing before they can function as components in the protein synthesis machinery.

MRNA Processing

The eukaryotic pre-mRNA undergoes extensive processing before it is ready to be translated. The additional steps involved in eukaryotic mRNA maturation create a molecule with a much longer half-life than a prokaryotic mRNA. Eukaryotic mRNAs last for several hours, whereas the typical E. coli mRNA lasts no more than five seconds.

Pre-mRNAs are first coated in RNA-stabilizing proteins these protect the pre-mRNA from degradation while it is processed and exported out of the nucleus. The three most important steps of pre-mRNA processing are the addition of stabilizing and signaling factors at the 5' and 3' ends of the molecule, and the removal of intervening sequences that do not specify the appropriate amino acids. In rare cases, the mRNA transcript can be “edited” after it is transcribed.

RNA Editing in Trypanosomes The trypanosomes are a group of protozoa that include the pathogen Trypanosoma brucei, which causes sleeping sickness in humans ([link]). Trypanosomes, and virtually all other eukaryotes, have organelles called mitochondria that supply the cell with chemical energy. Mitochondria are organelles that express their own DNA and are believed to be the remnants of a symbiotic relationship between a eukaryote and an engulfed prokaryote. The mitochondrial DNA of trypanosomes exhibit an interesting exception to The Central Dogma: their pre-mRNAs do not have the correct information to specify a functional protein. Usually, this is because the mRNA is missing several U nucleotides. The cell performs an additional RNA processing step called RNA editing to remedy this.

Other genes in the mitochondrial genome encode 40- to 80-nucleotide guide RNAs. One or more of these molecules interacts by complementary base pairing with some of the nucleotides in the pre-mRNA transcript. However, the guide RNA has more A nucleotides than the pre-mRNA has U nucleotides to bind with. In these regions, the guide RNA loops out. The 3' ends of guide RNAs have a long poly-U tail, and these U bases are inserted in regions of the pre-mRNA transcript at which the guide RNAs are looped. This process is entirely mediated by RNA molecules. That is, guide RNAs—rather than proteins—serve as the catalysts in RNA editing.

RNA editing is not just a phenomenon of trypanosomes. In the mitochondria of some plants, almost all pre-mRNAs are edited. RNA editing has also been identified in mammals such as rats, rabbits, and even humans. What could be the evolutionary reason for this additional step in pre-mRNA processing? One possibility is that the mitochondria, being remnants of ancient prokaryotes, have an equally ancient RNA-based method for regulating gene expression. In support of this hypothesis, edits made to pre-mRNAs differ depending on cellular conditions. Although speculative, the process of RNA editing may be a holdover from a primordial time when RNA molecules, instead of proteins, were responsible for catalyzing reactions.

5' Capping

While the pre-mRNA is still being synthesized, a 7-methylguanosine cap is added to the 5' end of the growing transcript by a phosphate linkage. This moiety (functional group) protects the nascent mRNA from degradation. In addition, factors involved in protein synthesis recognize the cap to help initiate translation by ribosomes.

3' Poly-A Tail

Once elongation is complete, the pre-mRNA is cleaved by an endonuclease between an AAUAAA consensus sequence and a GU-rich sequence, leaving the AAUAAA sequence on the pre-mRNA. An enzyme called poly-A polymerase then adds a string of approximately 200 A residues, called the poly-A tailრა This modification further protects the pre-mRNA from degradation and signals the export of the cellular factors that the transcript needs to the cytoplasm.

Pre-mRNA Splicing

Eukaryotic genes are composed of exons, which correspond to protein-coding sequences (ყოფილი-on signifies that they are expressed), and intervening sequences called introns (int-ron denotes their intervening role), which may be involved in gene regulation but are removed from the pre-mRNA during processing. Intron sequences in mRNA do not encode functional proteins.

The discovery of introns came as a surprise to researchers in the 1970s who expected that pre-mRNAs would specify protein sequences without further processing, as they had observed in prokaryotes. The genes of higher eukaryotes very often contain one or more introns. These regions may correspond to regulatory sequences however, the biological significance of having many introns or having very long introns in a gene is unclear. It is possible that introns slow down gene expression because it takes longer to transcribe pre-mRNAs with lots of introns. Alternatively, introns may be nonfunctional sequence remnants left over from the fusion of ancient genes throughout evolution. This is supported by the fact that separate exons often encode separate protein subunits or domains. For the most part, the sequences of introns can be mutated without ultimately affecting the protein product.

All of a pre-mRNA’s introns must be completely and precisely removed before protein synthesis. If the process errs by even a single nucleotide, the reading frame of the rejoined exons would shift, and the resulting protein would be dysfunctional. The process of removing introns and reconnecting exons is called splicing ([ბმული]). Introns are removed and degraded while the pre-mRNA is still in the nucleus. Splicing occurs by a sequence-specific mechanism that ensures introns will be removed and exons rejoined with the accuracy and precision of a single nucleotide. The splicing of pre-mRNAs is conducted by complexes of proteins and RNA molecules called spliceosomes.

Errors in splicing are implicated in cancers and other human diseases. What kinds of mutations might lead to splicing errors? Think of different possible outcomes if splicing errors occur.

Note that more than 70 individual introns can be present, and each has to undergo the process of splicing—in addition to 5' capping and the addition of a poly-A tail—just to generate a single, translatable mRNA molecule.

See how introns are removed during RNA splicing at this website.

Processing of tRNAs and rRNAs

The tRNAs and rRNAs are structural molecules that have roles in protein synthesis however, these RNAs are not themselves translated. Pre-rRNAs are transcribed, processed, and assembled into ribosomes in the nucleolus. Pre-tRNAs are transcribed and processed in the nucleus and then released into the cytoplasm where they are linked to free amino acids for protein synthesis.

Most of the tRNAs and rRNAs in eukaryotes and prokaryotes are first transcribed as a long precursor molecule that spans multiple rRNAs or tRNAs. Enzymes then cleave the precursors into subunits corresponding to each structural RNA. Some of the bases of pre-rRNAs are methylated that is, a –CH3 moiety (methyl functional group) is added for stability. Pre-tRNA molecules also undergo methylation. As with pre-mRNAs, subunit excision occurs in eukaryotic pre-RNAs destined to become tRNAs or rRNAs.

Mature rRNAs make up approximately 50 percent of each ribosome. Some of a ribosome’s RNA molecules are purely structural, whereas others have catalytic or binding activities. Mature tRNAs take on a three-dimensional structure through intramolecular hydrogen bonding to position the amino acid binding site at one end and the anticodon at the other end ([link]). The anticodon is a three-nucleotide sequence in a tRNA that interacts with an mRNA codon through complementary base pairing.

განყოფილების შეჯამება

Eukaryotic pre-mRNAs are modified with a 5' methylguanosine cap and a poly-A tail. These structures protect the mature mRNA from degradation and help export it from the nucleus. Pre-mRNAs also undergo splicing, in which introns are removed and exons are reconnected with single-nucleotide accuracy. Only finished mRNAs that have undergone 5' capping, 3' polyadenylation, and intron splicing are exported from the nucleus to the cytoplasm. Pre-rRNAs and pre-tRNAs may be processed by intramolecular cleavage, splicing, methylation, and chemical conversion of nucleotides. Rarely, RNA editing is also performed to insert missing bases after an mRNA has been synthesized.

ხელოვნების კავშირები

[link] Errors in splicing are implicated in cancers and other human diseases. What kinds of mutations might lead to splicing errors? Think of different possible outcomes if splicing errors occur.

[link] Mutations in the spliceosome recognition sequence at each end of the intron, or in the proteins and RNAs that make up the spliceosome, may impair splicing. Mutations may also add new spliceosome recognition sites. Splicing errors could lead to introns being retained in spliced RNA, exons being excised, or changes in the location of the splice site.

განიხილეთ კითხვები

Which pre-mRNA processing step is important for initiating translation?

What processing step enhances the stability of pre-tRNAs and pre-rRNAs?

ტერმინები


The Roles of Host Factors in Tombusvirus RNA Recombination

B The role of Xrn1p exoribonuclease in TBSV RNA recombination

One of the identified host genes during the genome-wide screens was XRN1, which codes for a 5′–3′ exoribonuclease ( Serviene და სხვები, 2006, 2005 ). Xrn1p, localized in P-bodies , is a major component of the RNA degradation pathway in yeast ( Johnson, 1997 Sheth and Parker, 2003 ). XRN1 affected the stability of TBSV RNA in yeast, suggesting that it is involved in viral RNA degradation ( Cheng და სხვები, 2006). Subsequent works in yeast and ინ ვიტრო have led to the model that Xrn1p is a suppressor of viral RNA recombination. Xrn1p seems to have a dual effect: first, it rapidly and completely degrades the endoribonucleotically cleaved viral RNAs, which serve as substrates for RNA recombination ( Fig. 1 Cheng და სხვები, 2006). The reduced amount of degRNA substrates then leads to lower frequency of RNA recombination. Second, Xrn1p can also efficiently degrade the newly formed recRNAs ( Fig. 1 Cheng და სხვები, 2006 Serviene და სხვები, 2005 ).

Direct biochemical evidence on the role of Xrn1p in TBSV recombination was obtained using an ინ ვიტრო TBSV replication assay that supports authentic RNA replication and recombination ( Pogany and Nagy, 2008 ). The assay is based on yeast cell-free extract and added recombinant p33 and p92 pol replication proteins and TBSV RNA that supports a complete cycle of RNA replication ( Pogany and Nagy, 2008 ). The use of DI-72(+) repRNA has led not only to the replication of the repRNA but also to the formation of recRNA species and partially degraded repRNAs ( Jaag and Nagy, 2009 Jaag და სხვები, 2011). Interestingly, the addition of purified Xrn1p to the replication assay led to more than 95% decrease in both recRNA and degRNA species, while the repRNA was better protected (only 50% decrease Jaag and Nagy, 2009 ). საერთო ჯამში, ინ ვიტრო recombination experiments provided direct evidence that Xrn1p is a suppressor of TBSV recombination by degrading the recRNAs as well as the degRNAs, the substrates for recombination events ( Fig. 1 ).

Silencing the cytosolic 5′–3′ exoribonuclease (termed Xrn4p) in N. benthamiana, an experimental host, led to increased accumulation of the tombusviral RNAs, including novel recombinant RNAs and partially degraded viral RNAs ( Jaag and Nagy, 2009 ). Overexpression of Xrn1p in yeast resulted in degradation of TBSV repRNAs, and overexpression of the plant Xrn4p in plants also led to rapid viral RNA degradation ( Cheng და სხვები, 2007). Interestingly, novel tombusvirus variants emerged in plants overexpressing Xrn4p, suggesting that tombusviruses will likely adapt to changes in Xrn4p expression levels ( Cheng და სხვები, 2007). Altogether, the effect of exoribonuclease knockdown in N. benthamiana was similar to the effect observed in xrn1Δ yeast, suggesting that these cytosolic 5′–3′ exoribonucleases play comparable roles in tombusvirus replication, recombination, and viral RNA degradation in a plant and yeast hosts.


Უყურე ვიდეოს: ბიოლოგია, XI კლასი - დნმ-ის კოდი, მატრიცული სინთეზის რეაქციები: ტრანსკრიპცია, ტრანსლაცია #ტელესკოლა (იანვარი 2022).