ინფორმაცია

7.1: რეკომბინაცია - ბიოლოგია


ტერმინი "რეკომბინაცია" გამოიყენება გენეტიკაში სხვადასხვა კონტექსტში. რაც შეეხება მემკვიდრეობას, რეკომბინაცია განისაზღვრება, როგორც ნებისმიერი პროცესი, რომელიც იწვევს გამეტებს ალელების კომბინაციით, რომლებიც არ იყო წინა თაობის გამეტებში (იხ. სურათი ( PageIndex {2} )). შიტერქრომოსომული რეკომბინაცია ხდება ან მეშვეობით დამოუკიდებელი ასორტიმენტი ალელების, რომელთა ლოკუსია სხვადასხვა ქრომოსომაზე (თავი 6). შიტრაქრომოსომული რეკომბინაცია ხდება მეშვეობით კროსოვერები იმავე ქრომოსომებზე მდებარე ლოკებს შორის (როგორც ქვემოთ აღწერილია). მნიშვნელოვანია გვახსოვდეს, რომ ორივე ამ შემთხვევაში, რეკომბინაცია არის პროცესი, რომელიც ხდება მეიოზის დროს (მიტოზური რეკომბინაცია შეიძლება მოხდეს ზოგიერთ სახეობაში, მაგრამ ეს შედარებით იშვიათია). თუ მეიოზი იწვევს რეკომბინაციას, პროდუქტებს აქვთ ა რეკომბინანტი გენოტიპირა მეორეს მხრივ, თუ მეიოზის დროს რეკომბინაცია არ მოხდა, პროდუქტებს აქვთ თავიანთი ორიგინალური კომბინაციები და ამბობენ, რომ აქვთ არა რეკომბინანტი, ან მშობლის გენოტიპირა რეკომბინაცია მნიშვნელოვანია, რადგან ის ხელს უწყობს გენეტიკურ ცვალებადობას, რომელიც შეიძლება შეინიშნოს ინდივიდებს შორის მოსახლეობაში და მოქმედებდეს შერჩევით, რათა წარმოქმნას ევოლუცია.

როგორც ინტერქრომოსომული რეკომბინაციის მაგალითი, განვიხილოთ ლოკვები ორ სხვადასხვა ქრომოსომაზე, როგორც ეს მოცემულია ფიგურაში ( PageIndex {2} ). ჩვენ ვიცით, რომ თუ ეს ადგილები სხვადასხვა ქრომოსომაშია, მათ შორის არ არსებობს ფიზიკური კავშირები, ასე რომ ისინი არიან მიბმული და დამოუკიდებლად განცალკევდება, როგორც მენდელის თვისებები. სეგრეგაცია დამოკიდებულია მეტაფაზაზე ქრომოსომების თითოეული წყვილის ფარდობით ორიენტაციაზე. ვინაიდან ორიენტაცია არის შემთხვევითი და დამოუკიდებელი სხვა ქრომოსომებისგან, თითოეული განლაგება (და მათი მეიოტიკური პროდუქტები) ერთნაირად შესაძლებელია ორი დაუკავშირებელი ლოკუსისთვის, როგორც ეს მოცემულია ფიგურაში ( PageIndex {2} ). უფრო ზუსტად, არსებობს 50% ალბათობა რეკომბინანტული გენოტიპებისათვის და 50% ალბათობა მშობლების გენოტიპებისათვის გამეტების შიგნით წარმოქმნილი მეიოციტის მიერ დაუკავშირებელი ლოკუსებით. მართლაც, თუ ჩვენ განვიხილავთ ყველა გამეტს, რომელიც შეიძლება წარმოიშვას ამ ინდივიდის მიერ (რომლებიც მრავლობითი დამოუკიდებელი მეიოზების პროდუქტებია), ჩვენ აღვნიშნავთ, რომ გამეტების დაახლოებით 50% იქნება რეკომბინანტი, ხოლო 50% მშობელი. რეკომბინაციის სიხშირე (RF) არის უბრალოდ რეკომბინანტული გამეტების რაოდენობა, გაყოფილი გამეტების საერთო რაოდენობაზე. დაახლოებით 50% რეკომბინაციის სიხშირე განუსაზღვრელი მახასიათებელია დაუკავშირებელი ლოკუსებისთვის. ამრიგად, ყველაზე დიდი რეკომბინანტული სიხშირეა ~ 50%.


ინტერაქტიული რესურსები სკოლებისთვის

დამოუკიდებელი ასორტიმენტი

პროცესი, რომლის მიხედვითაც დედისა და მამის ქრომოსომების შემთხვევითი ნაზავი მთავრდება თითოეულ გამეტში.

შემთხვევითი ასორტიმენტი

პროცესი, რომლის მიხედვითაც დედისა და მამის ქრომოსომების შემთხვევითი ნაზავი მთავრდება თითოეულ გამეტში.

რეკომბინაცია

პროცესი, რომლის დროსაც დედისა და მამის ქრომატიდები ქრომოსომების ჰომოლოგიურ წყვილში იშლება და შემთხვევით ხელახლა შეერთდება მსხვილი მრავალ ფერმენტული კომპლექსებით, რაც იწვევს ცვალებადობას მეიოზის დროს.

Გადაკვეთა

პროცესი, რომლის დროსაც დედისა და მამის ქრომატიდები ქრომოსომების ჰომოლოგიურ წყვილში იშლება და შემთხვევით ხელახლა შეერთდება მსხვილი მრავალ ფერმენტული კომპლექსებით, რაც იწვევს ცვალებადობას მეიოზის დროს.

ჭიასმატა

წერტილი, რომლის დროსაც ქრომატიდები იშლება და შეერთდება გადაკვეთისას (რეკომბინაცია).

დიპლოიდი

გქონდეთ დაწყვილებული ქრომოსომების ორი ნაკრები.

ალელი

ერთი და იგივე გენის ალტერნატიული ფორმები.

ჰაპლოიდი

გქონდეთ ქრომოსომების ერთი ნაკრები.

ზიგოტა

განაყოფიერებული უჯრედი წარმოიქმნება კვერცხუჯრედისა და სპერმის კომბინაციის შედეგად.

მეიოზი

როდესაც უჯრედები იყოფა მიტოზით, ქრომოსომების რაოდენობა ორივე ქალიშვილ უჯრედში იგივეა, რაც თავდაპირველ დედა უჯრედში.

მეიოზის ძირითადი სტადიების დიაგრამა

როდესაც გამეტები (სქესობრივი უჯრედები) წარმოიქმნება, ქრომოსომის რიცხვი უნდა განახევრდეს. გამეტების ბირთვები უნდა იყოს ჰაპლოიდი ისე, რომ როდესაც ისინი შეუერთდებიან განაყოფიერებას, ახალ ზიგოტას აქვს ქრომოსომების სრული დიპლოიდური ნაკრები. გამეტები წარმოიქმნება უჯრედების გაყოფის სხვადასხვა ფორმისგან, რომელიც ცნობილია როგორც მეიოზი. მეიოზი ხდება მხოლოდ სასქესო ორგანოებში. ეს ძალიან მნიშვნელოვანია ბიოლოგიურად - როგორც ხედავთ, ეს არის ვარიაციის საფუძველი, რომელიც საშუალებას აძლევს სახეობებს განვითარდეს.

მეიოზისას, ისევე როგორც მიტოზისას, უჯრედის შინაარსი და, კერძოდ, დნმ, მრავლდება უჯრედის ინტერფაზაში ყოფნისას. მას შემდეგ რაც უჯრედს აქვს ყველა საჭირო მასალა მას შეუძლია შევიდეს მეიოზში.

მეიოზი მოქმედებაში

მეიოზის დროს თითოეული ქრომოსომული წყვილის ორივე წევრი (ჰომოლოგიური ქრომოსომა) ერთმანეთთან ახლოს რჩება ქრომატიდების წარმოქმნისას, რაც ქმნის ოთხ ქრომატიდის ერთეულს. ეს ხდება მაშინ, როდესაც ხდება გადაკვეთა ან რეკომბინაცია (იხ. ქვემოთ). ცენტრომები არ იშლება მეიოზის პირველ განყოფილებაში, ამიტომ ქრომატიდების წყვილი გადადის უჯრედის საპირისპირო ბოლოებში, რომელიც შემდგომში გადადის მეორე განყოფილებაში ქრომოსომების შემდგომი გამეორების გარეშე. ეს გაყოფა მიტოზის მსგავსია. ციტოკინეზი იძლევა ოთხ ჰაპლოიდ შთამომავალ უჯრედს, თითოეულს აქვს თავდაპირველი მშობელი უჯრედის ქრომოსომის ნახევარი და თითოეული ბირთვი განსხვავდება სხვათაგან. ეს არის უჯრედები, რომლებიც ვითარდება გამეტად.

მეიოზის დაწყებისთანავე ეს უწყვეტი პროცესია - ამის ნახვა შეგიძლიათ, თუ ქვემოთ გაუშვებთ ანიმაციას პაუზის გარეშე. თუმცა, გასაგები რომ იყოს, ჩვენ მას ჩვეულებრივ ეტაპობრივად აღვწერთ.

ბირთვში მეიოზის დასრულების შემდეგ ხდება ციტოკინეზი. ეს იძლევა ოთხ ჰაპლოიდურ უჯრედს, თითოეული შეიცავს ალელების განსხვავებულ კომბინაციას. ეს ქალიშვილები წარმოქმნიან გამეტებს გამეტოგენეზის პროცესში.

მეიოზის ძირითადი ეტაპები. (ფოტო კრედიტი: Petr Reischig ლიცენზირებული Creative Commons Attribution-Share Alike 3.0 არაპორტული ლიცენზიით.)

მეიოზის პროცესი

ჯიშის გაცნობა

ოთხი ჰაპლოიდური ქალიშვილი უჯრედი შეიცავს გენეტიკური მასალის განსხვავებულ კომბინაციას. ეს ვარიაცია სასიცოცხლოდ მნიშვნელოვანია ბუნებრივი გადარჩევისა და გადარჩენისათვის. ამ ჯიშის წარმოქმნის ორი ძირითადი მექანიზმი არსებობს:

1. თითოეული უჯრედი, რომელიც ქმნის გამეტებს, შეიცავს ქრომოსომების ორ კომპლექტს, ერთი თავდაპირველად დედისა და ერთი მამისგან. ამ ქრომოსომების ნარევი, რომელიც მთავრდება ნებისმიერ გამეტში, სრულიად შემთხვევითია. გამეტების 23 ქრომოსომა შეიძლება იყოს ნებისმიერი ნარევი, დედის 23 ქრომოსომადან მამისგან ოცდასამი ან ნებისმიერი კომბინაცია - არსებობს 2 23 ან თითქმის რვა და ნახევარი მილიონი შესაძლებლობა! ამას ქრომოსომების დამოუკიდებელი ასორტიმენტი ან შემთხვევითი ასორტიმენტი ეწოდება.

2. გადაკვეთა (რეკომბინაცია) ხდება მეიოზის 1 -ლი ფაზის დროს, როდესაც ოთხი ქრომატიდია ერთმანეთთან ახლოს. დიდი მრავალ ფერმენტული კომპლექსები იშლება და კვლავ უერთდება დედისა და მამის ქრომოსომების ნაწილებს შემთხვევითი გზით. ამ შესვენების წერტილებს ქიასმატა ეწოდება. ისინი ამატებენ მნიშვნელოვან გენეტიკურ ცვალებადობას ალმების კომბინაციის შეცვლით ორ ქრომატიდზე.

ქრომოსომების მხოლოდ რამდენიმე კომბინაცია, რომელიც შეიძლება აღმოჩნდეს ჰაპლოიდურ ქალიშვილ უჯრედებში, წარმოებული ერთი ორიგინალური უჯრედიდან

გადაკვეთა (რეკომბინაცია არის კიდევ ერთი გზა, რომელშიც ვარიაცია შემოდის მეიოზის დროს წარმოქმნილ ჰაპლოიდურ ქალიშვილ უჯრედებში.)


მოიყვანე ეს

  • APA
  • ავტორი
  • BIBTEX
  • ჰარვარდი
  • სტანდარტული
  • რისკი
  • ვანკუვერი

კვლევის შედეგები: წვლილი ჟურნალში ›სტატია› კვლევა ›თანხმობა

T1-Cre-loxP- შუამავალი რეკომბინაცია

T2 - ზოგადი პრინციპები და ექსპერიმენტული მოსაზრებები

N2-cre-loxP შუამავლობით რეკომბინირების სისტემა ("cre-loxP სისტემა") წარმოადგენს ძუძუმწოვრების გენეტიკისა და უჯრედების ბიოლოგიის განუყოფელ ექსპერიმენტულ ინსტრუმენტს. სისტემის გამოყენებამ მნიშვნელოვნად გააფართოვა თაგვის გენის ფუნქციის ზუსტად დაკითხვის უნარი, რაც უზრუნველყოფს გენის გამოხატვის სივრცულ და დროებით კონტროლს. ეს დიდწილად განპირობებულია მისი გამოყენების სიმარტივით და მისი ადაპტირებით მრავალფეროვანი ბიოლოგიური საკითხების გადაწყვეტისას. მიუხედავად იმისა, რომ cre-loxP სისტემის გამოყენება სულ უფრო ფართოდ ხდება, კერძოდ, თაგვის პირობითი მუტანტების ხელმისაწვდომობის გამო, cre-loxP სისტემის გამოყენებისას ბევრი მოსაზრება უნდა იქნას გათვალისწინებული. ეს მიმოხილვა იძლევა cre-loxP სისტემის მიმოხილვას და მის სხვადასხვა პერმუტაციებს. იგი ეხება cre-loxP ტექნოლოგიის შეზღუდვებს და ექსპერიმენტულ დიზაინთან დაკავშირებულ მოსაზრებებს და ის განიხილავს ალტერნატიულ სტრატეგიებს საიტის სპეციფიკური გენეტიკური რეკომბინაციისა და ინტეგრაციისათვის.

AB-cre-loxP შუამავლობით რეკომბინირების სისტემა ("cre-loxP სისტემა") არის ძუძუმწოვრების გენეტიკისა და უჯრედების ბიოლოგიის განუყოფელი ექსპერიმენტული ინსტრუმენტი. სისტემის გამოყენებამ მნიშვნელოვნად გააფართოვა თაგვის გენის ფუნქციის ზუსტად დაკითხვის უნარი, რაც უზრუნველყოფს გენის ექსპრესიის სივრცით და დროებით კონტროლს. ეს დიდწილად განპირობებულია მისი გამოყენების სიმარტივით და მისი ადაპტირებით მრავალფეროვანი ბიოლოგიური საკითხების გადაწყვეტისას. მიუხედავად იმისა, რომ cre-loxP სისტემის გამოყენება სულ უფრო ფართოდ ხდება, კერძოდ, თაგვის პირობითი მუტანტების ხელმისაწვდომობის გამო, cre-loxP სისტემის გამოყენებისას ბევრი მოსაზრების გათვალისწინებაა საჭირო. ეს მიმოხილვა იძლევა cre-loxP სისტემის მიმოხილვას და მის სხვადასხვა პერმუტაციებს. იგი ეხება cre-loxP ტექნოლოგიის შეზღუდვებს და ექსპერიმენტულ დიზაინთან დაკავშირებულ მოსაზრებებს და ის განიხილავს ალტერნატიულ სტრატეგიებს საიტის სპეციფიკური გენეტიკური რეკომბინაციისა და ინტეგრაციისათვის.


7.1: რეკომბინაცია - ბიოლოგია

ამ შინაარსის სანახავად საჭიროა J o VE გამოწერა. თქვენ მხოლოდ პირველი 20 წამის ნახვას შეძლებთ.

JoVE ვიდეო პლეერი თავსებადია HTML5 და Adobe Flash– თან. ძველი ბრაუზერები, რომლებსაც არ აქვთ HTML5 და H.264 ვიდეო კოდეკის მხარდაჭერა, კვლავ გამოიყენებენ Flash დაფუძნებულ ვიდეო პლეერს. ჩვენ გირჩევთ გადმოწეროთ Flash– ის უახლესი ვერსია აქ, მაგრამ ჩვენ მხარს ვუჭერთ ყველა ვერსიას 10 და ზემოთ.

თუ ეს არ დაეხმარება, გთხოვთ შეგვატყობინოთ.

ტრანსპოზიცია არის რეკომბინაციის სპეციალიზებული ფორმა, რომელშიც გენეტიკური ელემენტები, როგორიცაა ქრომოსომული სეგმენტები, გადადიან გენომის ერთი პოზიციიდან მეორეზე. ამ მობილურ ელემენტებს ეწოდება ტრანსპოზონები, ან ხტუნვის გენი.  

თითოეული ტრანსპოზიონი შეიცავს ფერმენტის კოდირების თანმიმდევრობას, რომელსაც ეწოდება ტრანსპოზაზა, სხვა გენების გარდა, ასევე მოკლე გვერდითი თანმიმდევრობები, რომლებიც ერთმანეთის საპირისპირო დამატებაა. არსებობს სამი სახის ტრანსპოზიცია.  

პირველ ტიპში, რომელიც ცნობილია როგორც არარეპლიკაციური ან კონსერვატიული ტრანსპოზიცია, ტრანსპოზაზის კოდირების გენი წარმოქმნის დიმერულ ფერმენტს, რომელიც იჭრება მოკლე ინვერსიული თანმიმდევრობით, რომელიც დნმ-ის ტრანსპოზონს ფლობს. შემდეგ, ინვერსიული თანმიმდევრობები იკრიბებიან და ქმნიან დნმ-ს მარყუჟს, რომელიც შეიძლება შეიტანოს სამიზნე ქრომოსომაში ტრანსპოზაზით გამოწვეული ჭრილობებით.

მეორე ტიპში, სახელწოდებით რეპლიკაციური ტრანსპოზიცია, ტრანსპოზაზა იშლება როგორც ტრანსპოზონის ტერმინალები, ასევე სამიზნე დნმ. შემდეგ ტრანსპოზონის 3 და#8217 ბოლოები და სამიზნე დნმ -ის 5 და#8217 ბოლოები კოვალენტურად არის მიმაგრებული იმ საფეხურზე, რომელსაც ეწოდება ძაფის გადაცემა.  

ეს ქმნის შუალედურს, სადაც ტრანსპოსონის 5 და#8217 დასასრული კვლავ არის მიმაგრებული დონორ დნმ -ზე. შეუსაბამო ბოლოები დნმ -პოლიმერაზას მიერ გამოიყენება როგორც პრაიმერები ტრანსპოზონის გამეორებისთვის. ამ შუალედურს ეწოდება კოინტეგრატი.

ფერმენტები, რომლებსაც რეზოლუზა ეწოდება, იშლება შუალედური შიდა გარჩევადობის ადგილას, წარმოქმნის დონორ და სამიზნე დნმ -ებს, რომელთაგან თითოეულს აქვს ტრანსპოზონის ერთი ასლი.

მესამე ტიპის ტრანსპოზიციისას, გადასატანი ელემენტი პირველად გადაიწერება რნმ -ის შუალედში, რომელიც ცნობილია როგორც რეტროტრანსპოზონი. რნმ გადაწერილია დნმ-ის თანმიმდევრობით საპირისპირო ტრანსკრიფციით და შემდეგ ჩასმულია სამიზნე ადგილას.  

მიუხედავად მათი განსხვავებული მექანიზმებისა, სამივე ამ პროცესს შეუძლია შეცვალოს გენომიკური სტრუქტურა და პოტენციურად სამიზნე დნმ -ის ფუნქცია.

7.11: ტრანსპოზიციისა და რეკომბინაციის მიმოხილვა

ტრანსპოზონები ქმნიან სხვადასხვა ორგანიზმების გენომების მნიშვნელოვან ნაწილს. ამრიგად, ითვლება, რომ ტრანსპოზიციამ ითამაშა ძირითადი ევოლუციური როლი სპეციფიკაციაში გენომის ზომის შეცვლით და გენების გამოხატვის შაბლონების შეცვლით. მაგალითად, ბაქტერიებში ტრანსპოზიციამ შეიძლება გამოიწვიოს ანტიბიოტიკებისადმი წინააღმდეგობის გაწევა. პათოგენური ბაქტერიების გენეტიკურ აუზში გადასატანი ელემენტების გადაადგილება ხელს შეუწყობს ანტიბიოტიკებისადმი მდგრადი გენეტიკური ელემენტების გადაცემას. ევკარიოტებში, ტრანსპოზონებს შეუძლიათ შეასრულონ მარეგულირებელი როლები აკონტროლებენ სამიზნე გენის გამოხატვას გარკვეულ ფიზიოლოგიურ პირობებში, როგორიცაა სტრესი. სინამდვილეში, სტრესის საპასუხოდ ტრანსპოზონების მიერ გენების რეგულირება ფართოდ იქნა შესწავლილი მცენარეებში.

მცენარეთა გენომები წარმოადგენენ შესანიშნავ მოდელს ტრანსპოზიციის შესასწავლად. ტრანსპოზონების აღმოჩენა გააკეთა ბარბარა მაკკლინტოკმა, როდესაც ის ეძებდა სიმინდის უჯრედებს გატეხილი ქრომოსომებით. მან აღმოაჩინა, რომ გატეხილი ქრომოსომებიდან გენეტიკური ელემენტების გადატანა იწვევს სიმინდის ფერის მრავალფეროვნებას.

ტრანსპოზიციის მავნე ზემოქმედების გამო, ტრანსპოზონები იშვიათად მოძრაობენ. ტრანსპოზიციის სიხშირე კორელაციაშია დონორისა და სამიზნე ადგილების მიმდევრობის სპეციფიკაციებთან და სტრუქტურულ მოტივებთან. ტრანსპოზიციის ეს დაბალი სიხშირე გულისხმობს, რომ გენეტიკური შერჩევა საჭიროა ტრანსპოზიციის შედეგების გამოსავლენად. ერთ -ერთი ასეთი შედეგი, პირდაპირ დამოკიდებულია გადატანის სიხშირეზე არის თეთრი ლაქების არსებობა Snapdragon მცენარეების ყვავილებზე.


RAG ქრომატინის სკანირება V (D) J რეკომბინაციის დროს და ქრომატინის მარყუჟის ექსტრუზია დაკავშირებული პროცესებია

შერი გ. ლინ,. იუ ჟანგი, იმუნოლოგიის მიღწევებში, 2018 წ

2.3 V (D) J რეკომბინაციის განვითარების რეგულირება

V (D) J რეკომბინაცია მკაცრად რეგულირდება B და T ლიმფოციტების განვითარების დროს, რათა უზრუნველყოს V (D) J გენის სეგმენტების სწორი ნაკრები და ასევე უზრუნველყოს მრავალჯერადი V (D) J სეგმენტების მრავალფეროვანი გამოყენება მოცემულ ლოკუსში მრავალფეროვანი რეპერტუარების უზრუნველსაყოფად. ამ კონტექსტში, V (D) J რეკომბინაცია არის შთამომავლობის სპეციფიკური, რადგან სრული Ig ცვლადი რეგიონის ეგზონები მხოლოდ B ლიმფოციტების განვითარებაშია გაერთიანებული და სრული TCR ცვლადი ეგზონები მხოლოდ T ლიმფოციტების განვითარებაშია (განხილულია Alt et al., 2013). მოცემული B და T უჯრედების მოდგმის ფარგლებში, V (D) J რეკომბინაცია ასევე რეგულირდება განვითარების სტადიასთან მიმართებაში. ამრიგად, B უჯრედების შემუშავებისას IgH V (D) J ეგზონები იკრიბებიან პრო-B უჯრედების ეტაპზე, ხოლო IgL ცვლადი რეგიონის ეგზონები იკრიბება შემდგომი წინამორბედი (წინასწარი) -B უჯრედის ეტაპზე (განხილულია Alt et al., 2013 ). V (D) J რეკომბინაციის ასეთი ეტაპის სპეციფიკური რეგულირება ითვლება მნიშვნელოვანი გადაჯგუფების ფუნქციონირების შესამოწმებლად და ასევე IgH და IgL კომბინაციების დივერსიფიკაციისათვის BCR პირველადი რეპერტუარების დივერსიფიკაციისათვის. ჯერჯერობით უცნობი მექანიზმების და მთლიანი ფიზიოლოგიური მნიშვნელობის მიხედვით, Igk ცვლადი რეგიონები ასევე ზოგადად იკრიბებიან Igl– ის წინ, რაც დასტურდება იმაში, რომ Igl წარმომქმნელი უჯრედების უმეტესობამ ან არაპროდუქტიულად გადააკეთა ან წაშალა CK ფლანგური რეგიონები V (D) J რეკომბინაციის გზით მოვლენა ქვედა IgG RSS– სთვის, რომელიც ასევე მოიხსენიება როგორც Igκ- წაშლის ელემენტი (განხილულია Gorman & amp Alt, 1998 Ribeiro de Almeida et al., 2015).

ფარგლებში IgH ლოკუსი V (D) J რეკომბინაციის მოვლენები ასევე მოწესრიგებულია იმით, რომ D სეგმენტები შეუერთდება J- ს სეგმენტები ზემოაღნიშნული V- ის დანართამდე დიჯეისკენ კომპლექსი (Alt et al., 1984 განხილულია Alt et al., 2013). 12/23 თავსებადობის მიუხედავად, ვs არ შეუერთდეს პირდაპირ არაორგანიზებულ დ -ებს. უმაღლესი წესრიგის მექანიზმები, რომლებიც ხელს უწყობენ IgH V (D) J ასეთი "მოწესრიგებული" რეკომბინაციის რეგულირებას ქვემოთ იქნება აღწერილი. დაბოლოს, V (D) J რეკომბინირების მოვლენები ასევე რეგულირდება უკუკავშირით (მიმოხილულია Mostoslavsky, Alt, & amp Rajewsky, 2004). მაგალითად, V- ის პროდუქტიული გადაკეთება დიჯეისკენ შუალედური ხელს უშლის ვ დიჯეისკენ მეორეს მხრივ გადაწყობა IgH ალელი თუ დიჯეი კონფიგურაციები. ანალოგიურად, თუ პირველი ვ დიჯეისკენ გადაჯგუფება არაპროდუქტიულია, B უჯრედის პროგნოზს შეუძლია გადააკეთოს მეორე IgH ალელი. არსებობს IgL V (D) J რეკომბინაციის მსგავსი რეგულირება. ითვლება, რომ ეს უკუკავშირის პროცესი ხელს უწყობს ალელური გარიყვის ფენომენს, რომლის მიხედვითაც მოცემული კლონურად მიღებული B უჯრედი გამოხატავს გადაკეთებებს მხოლოდ ერთიდან IgH და IgL ალელი, როგორც ფუნქციური ცილა, რომელიც ჩართულია მის BCR– ში (მიმოხილულია Mostoslavsky et al., 2004).


7.1: რეკომბინაცია - ბიოლოგია

B.S., ქიმია, 1972 - რენსელერის პოლიტექნიკური ინსტიტუტი

დოქტორი, ქიმია (ბიოქიმია), 1976 - ჯორჯთაუნის უნივერსიტეტი

სამაგისტრო ჯგუფის წევრობა:

ფაკულტეტის დანიშვნები:

სტეფან ჩარლზ კოვალჩიკოვსკი (CV-pdf)
მიკრობიოლოგიისა და მოლეკულური გენეტიკის და მოლეკულური და ამპელ უჯრედული ბიოლოგიის გამორჩეული პროფესორი
ბრიგსის დარბაზი - 310
კალიფორნიის უნივერსიტეტი, დევისი
დევისი, CA 95616-8665

კვლევის გამოცდილება:

რენსელერის პოლიტექნიკური ინსტიტუტი, ტროა, ნიუ იორკი, B.S., ქიმია, 1972 წ
უფროსი დისერტაციის კვლევა დოქტორ ფრედერიკ უედლერთან ერთად
თემა: & quot ცხვრის ტვინის გლუტამინის სინთეზას სუბსტრატის შეკრების რიგი & quot

ჯორჯთაუნის უნივერსიტეტი, ვაშინგტონი, D.C., Ph.D., ქიმია (ბიოქიმია), 1976 წ.
სადოქტორო დისერტაციის კვლევა დოქტორ ჯაკინტო შტაინჰარდტთან ერთად
თემა: & quot Sickle Cell Hemoglobin- ის ფიზიკურ-ქიმიური კვლევები & quot

ორეგონის უნივერსიტეტი, ევგენი, ორეგონი, პოსტდოქტორანტურა, მოლეკულური ბიოლოგია, 1981 წ
ამერიკის კიბოს საზოგადოების პოსტდოქტორანტის წევრი დოქტორ პიტერ ფონ ჰიპელთან ერთად
თემა: & quot ბაქტერიოფაგის T4 კოდირებული გენის 32 ცილის ურთიერთქმედება ნუკლეინის მჟავებით & quot

ჩრდილოდასავლეთის უნივერსიტეტის სამედიცინო სკოლა, ჩიკაგო, ილინოისი (1981-1991)
მოლეკულური ბიოლოგიის ასისტენტ პროფესორი, (1981-1987)
მოლეკულური ბიოლოგიის ასოცირებული პროფესორი, (1987-1991)
თემები: & quot გენეტიკური რეკომბინაციის მექანიკური კვლევები & quot
ბიოქიმიური მექანიზმი და დნმ -ის ჰელიკაზების ფუნქცია & quot

კალიფორნიის უნივერსიტეტი, დევისი, დევისი, კალიფორნია (1991- დღემდე)
მიკრობიოლოგიისა და მოლეკულური ბიოლოგიისა და უჯრედების ბიოლოგიის პროფესორი, (1991-დღემდე)
მიკრობიოლოგიის განყოფილების თავმჯდომარე (1992-1999)
გენეტიკისა და განვითარების ცენტრის დირექტორი (2000-დან დღემდე)
თემები: & quot გენეტიკური რეკომბინაციის მექანიკური კვლევები & quot
ბიოქიმიური მექანიზმი და დნმ -ის ჰელიკაზების ფუნქცია & quot
ევკარიოტებში დნმ -ის დაზიანების რეკომბინაციული აღდგენა & quot
ცილა-დნმ კომპლექსების ერთმოლეკულური შეკრება & quot
კიბოს მოლეკულური ეტიოლოგია

რენსელერის პოლიტექნიკური ინსტიტუტის სტიპენდია, 1968-1972 წწ
ფი ლამბდა უფსილონი, ქიმიური ღირსების საზოგადოება, 1971 წ
ჯორჯთაუნის უნივერსიტეტის სტიპენდია, 1972-1976 წწ
სიგმა სი, 1974 წ
ამერიკის კიბოს საზოგადოების პოსტდოქტორული სტიპენდია, 1977-1980 წწ
ამერიკის კიბოს საზოგადოების უმცროსი ფაკულტეტის კვლევის ჯილდო, 1983-1986 წწ
პოლონური მეცნიერების ღირსების ორდენი, 2000 წ
ჯანმრთელობის ეროვნული ინსტიტუტის MERIT ჯილდო, 2000-2010 წწ
მეცნიერების განვითარების ამერიკული ასოციაცია, სტიპენდიანტი, 2001 წ
მიკრობიოლოგიის ამერიკული აკადემია, სტიპენდიანტი, 2003 (UC Davis News & amp ინფორმაცია - დასაბეჭდად)
კალიფორნიის უნივერსიტეტი, დევისი, აკადემიური სენატი, ფაკულტეტის გამორჩეული კვლევითი ჯილდო, 2005 წ
ამერიკის ხელოვნებისა და მეცნიერების აკადემია, სტიპენდიანტი, 2005 წ
მეცნიერებათა ეროვნული აკადემია, წევრი, 2007 წ
კალიფორნიის უნივერსიტეტი, დევისი, ბიოლოგიური მეცნიერებების კოლეჯი, ფაკულტეტის კვლევითი ჯილდო, 2011 წ
მაიკლ ჯ. გეითის ჯილდო, ქიმიის სამეფო საზოგადოების ნუკლეინის მჟავების ჯგუფი, 2012 (ბიულეტენი)

პროფესიული საზოგადოებები:

ამერიკის ქიმიური საზოგადოება, ბიოლოგიური ქიმიის განყოფილება, 1972 წ
მეცნიერებათა განვითარების ამერიკული ასოციაცია, 1975 წ
ბიოქიმიისა და მოლეკულური ბიოლოგიის ამერიკული საზოგადოება, FASEB, 1985 წ
ბიოფიზიკური საზოგადოება, 1980 წ
მიკრობიოლოგიის ამერიკული საზოგადოება, 1991 წ

ᲞᲠᲝᲤᲔᲡᲘᲝᲜᲐᲚᲣᲠᲘ ᲛᲝᲛᲡᲐᲮᲣᲠᲔᲑᲐ:

ასოცირებული რედაქტორი, უჯრედები გენები (1995 წლიდან დღემდე)
ფაკულტეტი 1000 (2001-2005)
Სარედაქციო საბჭო, ბიოლოგიური ქიმიის ჟურნალი (2003-2008)
Სარედაქციო საბჭო, ჟურნალი ბაქტერიოლოგია (2004-2006)
სარედაქციო მრჩეველთა საბჭო, ACS ქიმიური ბიოლოგია (2006-2008)
Სარედაქციო საბჭო, მეცნიერებათა ეროვნული აკადემიის შრომები (2008-2015)
Სარედაქციო საბჭო, დნმ -ის შეკეთება (2009- დღემდე)
Სარედაქციო საბჭო, ჟურნალი მოლეკულური ბიოლოგია (2012-2015)

ჯანმრთელობის ეროვნული ინსტიტუტი 2R01 GM-62653-3 4
გენეტიკური რეკომბინაციის მექანიკური კვლევები & quot
I mpact/პრიორიტეტული ქულა: 26 პროცენტილი 8 .0%
7 /1 4 3/1 8 პირდაპირი ხარჯები - $ 1, 344,230 მთლიანი ხარჯები - $ 2, 065,814

ჯანმრთელობის ეროვნული ინსტიტუტი 5 R01 GM-64745- 11
ცილა-დნმ კომპლექსების ერთმოლეკულური შეკრება & quot
მე mpact/პრიორიტეტული ქულა: 10 პროცენტილი 2%
7/11 6/15 პირდაპირი ხარჯები - $ 820,000 მთლიანი ხარჯები - $ 1,259,725

ჯანმრთელობის ეროვნული ინსტიტუტი 5 R01 CA154920-0 4 (თანა-PI Heyer– თან ერთად)
Rad51 პარალოგიის ფუნქციები დნმ -ის რეკომბინაციული რემონტი & quot
I mpact/პრიორიტეტული ქულა: 10 პროცენტილი 1.0%
9/11 7/16 პირდაპირი ხარჯები - $ 1,771,252 მთლიანი ხარჯები - $ 2,726,18 1

ჯანმრთელობის ეროვნული ინსტიტუტი 5 R01 GM-41347-2 5
ბიოქიმიური მექანიზმი და დნმ -ის ჰელიკაზას ფუნქცია
მე mpact/პრიორიტეტული ქულა: 20 პროცენტილი 6.0%
4/12 4/17 პირდაპირი ხარჯები - $ 1,269,974 მთლიანი ხარჯები - $ 1,885,126

თავდაცვის დეპარტამენტი W81XWH-13-1-0322
ადამიანის BRCA2 ბიოლოგიური ფუნქცია ძუძუს კიბოს მოლეკულურ ეტიოლოგიაში
9/13 - 9/15 პირდაპირი ხარჯები - $ 371,886 მთლიანი ხარჯები - $ 577,086


Შედეგები და დისკუსია

ფილოგენეტიკური ნიმუშები ვლინდება WGS– დან მიღებული საერთო, ორთოლოგიური SNP– ებით

ყველა WGS– ს შორის გაზიარებული 11,208 ორთოლოგიური SNP– ის ბეიზიური ფილოგენეტიკური ანალიზი ადასტურებს შორეულ ურთიერთობას B. thailandensis და მონოფილეტური წარმოშობა B. mallei დან B. pseudomallei წარმომავლობა (სურათი 1). ეს SNP– ები გამოვლინდა 23 – ის WGS– ების შედარებისა და ძიების შედეგად B. pseudomallei, ათი B. mallei, ხუთი B. thailandensisდა ხუთი სხვა ახლომდებარე მეზობლის იზოლატი (დამატებითი ფაილი 1), რასაც მოყვება პარალოლოგიური და არა გაზიარებული SNP ლოკუსების ამოღება. MSMB43– ის ფილოგენეტიკური პოზიცია, ავსტრალიის იზოლირებული მრავალი B. thailandensis მახასიათებლები, როგორც ჩანს, დას B. thailandensis და B. pseudomallei/mallei, შედეგი შეესაბამება MLST ფილოგენეტიკურ ანალიზს [32].

11208 ერთჯერადი ნუკლეოტიდური პოლიმორფიზმის ბეიზიური ფილოგენეტიკური ანალიზი გაზიარებულია ექვსი მთლიანი გენომის 43 მთლიანი თანმიმდევრობით.რა სანდოობის ღირებულებები ძირითადი clades შედის. B. dolosa და B. ubonensis გამოიყენებოდა ამ ხის დასაფესვიანებლად.

შორეული ტაქსონების გამოკლებით იზრდება გენომის პროპორცია, რომელიც ნაწილდება დანარჩენ ტაქსონებს შორის. ამრიგად, როდესაც იზოლირებულთა თანდათანობით უფრო მცირე ჯგუფებს შევადარებთ, უფრო დიდი რაოდენობის ორთოლოგური საერთო SNP ლოკუსების პოვნა შეიძლება. შორეული ტაქსონების გამორიცხვა ასევე აუმჯობესებს ფილოგენეტიკურ სიზუსტეს გრძელი ტოტების მოზიდვასთან დაკავშირებული პრობლემების თავიდან აცილებით [33]. ეს მიდგომა, რომელიც უზრუნველყოფდა მაღალი დონის სტატისტიკურ მხარდაჭერას, იყენებდა წინა, უფრო გლობალური ანალიზის შედეგებს ფილოგენეტიკური ხეების დასაფესვიანებელი ჯგუფების გამოსავლენად. ამ გზით ჩვენ შევძელით MSMB43– ის ადგილმდებარეობის დადასტურება WGS– ების აღმოფხვრით B. ubonensis და B. dolosa ჩვენი SNP აღმოჩენის პროცედურიდან და შემდგომი ფილოგენეტიკური ანალიზიდან (ხე არ არის ნაჩვენები). ანალოგიურად, მხოლოდ შენარჩუნებით B. thailandensis როგორც დასაფესვიანებელი ჯგუფი, ჩვენ ვეძებთ პირველ იზოლატს ან იზოლატების ჯგუფს B. pseudomallei/ბ. მალეი კლადე ამ კლდეში ღრმა ბიფურკაციის წერტილების სიახლოვე, სავარაუდოდ, გამოწვეულია რადიაციული მოვლენით, ან LGT– ს შეკრული ძალებით, რამაც გამოიწვია შეზღუდული რაოდენობის SNP– ები ამ ბიფურკაციის წერტილების გამიჯვნა. ამან გამოიწვია გადაუჭრელი ღრმა განშტოებები, მიუხედავად იმისა, რომ ბაიესის ანალიზში გამოიყენეს 17,718 SNP (დამატებითი ფაილი 2). ჩვენ შემდგომ გავაანალიზეთ ეს მონაცემები მაქსიმალური სავარაუდო, მაქსიმალური პარსიმონიისა და მეზობლის ფილოგენეტიკური მეთოდების გამოყენებით, 67,644 SNP მონაცემების ნაკრებთან ერთად, SNP შერჩევის კრიტერიუმების შემსუბუქებით (იხ. მეთოდები და დამატებითი ფაილი 3). ყველა ანალიზი, ბაიესის ანალიზის ჩათვლით, აჩვენებს, რომ ავსტრალიის იზოლატორებს აქვთ უფრო ძველი საერთო წინაპარი, ვიდრე აზიური იზოლატები, და როგორც მაქსიმალური მეურვეობა, ასევე მეზობელთან შეერთების ანალიზი ვარაუდობს, რომ B. pseudomallei 668 იზოლაცია იყო პირველი იზოლაცია, რომელიც განასხვავებდა ნავსადგურისგან B. pseudomallei/ბ. მალეი კლადე ამრიგად, ჩვენ გამოვიყენეთ B. pseudomallei გამოყავით 668 როგორც outgroup ჩვენი დასაფესვიანებლად B. pseudomallei/ბ. მალეი ფილოგენეზი, რომელიც აშენდა 14,544 SNP– ის გამოყენებით, მხოლოდ მათ შორის B. pseudomallei და B. mallei გენომები (სურათი 2). დასკვნები, რომლებიც ჩვენ გამოვიტანეთ, დამოკიდებულია ამ ხის ავსტრალიურ ფესვზე და არ გამოყოფს კონკრეტულად 668 -ს.

14,544 ერთჯერადი ნუკლეოტიდური პოლიმორფიზმის ფილოგენეტიკური ანალიზი გაზიარებულია ორი სახეობის 33 გენომის თანმიმდევრობით.რა გაყოფის დაშლის ანალიზი იძლევა მონაცემთა ნაკრებში პერსონაჟის მდგომარეობის კონფლიქტის ვიზუალურ ანგარიშს (ა)რა ამ SNP– ების ბეიზიური ფილოგენეტიკური ანალიზი იწვევს კლედის სანდოობის ღირებულებებს 1.00 ყველა ბიფურკაციისთვის (გარდა 23344/JHU = 0.96) (ბ). B. thailandensis გამოიყენებოდა ამ ხის დასაფესვიანებლად (იხ. დამატებითი ფაილი 3).

ყველა B. pseudomallei ბიფურკაციებმა მიიღეს სტატისტიკური მხარდაჭერის უმაღლესი დონე (სურათი 2). ავსტრალიის მოსახლეობა B. pseudomallei უფრო ძველია ვიდრე აზიური B. pseudomallei ჯგუფი ან B. mallei ჯგუფი. ავსტრალიის იზოლატები ქმნიან ღრმა პარაფილეტურ ჯგუფს B. pseudomallei/ბ. მალეი ფილოგენეზი და ამ ჯგუფში ყველაზე განსხვავებული იზოლატებია ავსტრალიიდან ხუთი იზოლატი და ეკვადორიდან E208 (სურათი 2). დარჩენილი იზოლატები ქმნიან ორ კლადას: B. mallei კლადე და ჯგუფი B. pseudomallei დომინირებს აზიური იზოლატორები. ფილოგენეტიკური პოზიცია B. mallei ადასტურებს წინა კვლევებს, რომ ეს სახეობა წარმოიშვა ა B. pseudomallei შთამომავლობა და განიცადა ბოლოდროინდელი გამოსხივება [16]. ჩვენი შედეგები ვარაუდობს, რომ არცერთი B. pseudomallei ამ კვლევაში ჩართული იზოლატები მჭიდროდაა დაკავშირებული B. mallei კლონი და ყველა აზიური B. pseudomallei იზოლირებული პირები ხვდებიან ერთ თანმიმდევრულ ჯგუფში, რომელიც შედარებით ცოტა ხნის წინ განხეთქილდა, განშორების შემდეგ B. mallei.

LGT მოვლენებს შეიძლება ჰქონდეთ მხოლოდ მცირედი გავლენა ფილოგენეტიკურ ტოპოლოგიაზე, რაც იმაზე მეტყველებს, რომ მოვლენების უმეტესობა თანაბრად ვრცელდება მთელ მსოფლიოში B. pseudomallei ფილოგენეტიკური სივრცე, ზოგიერთი მაგისტრალები შეიძლება არსებობდეს გენის გაზიარება. ჰომოპლასტიკური SNP– ები განლაგებულია საერთო გენომურ რეგიონებში და გადაფენილია არაჰომოპლასტიკური SNP– ებით, რაც იმაზე მეტყველებს, რომ ყველა რეგიონი შეიძლება დაექვემდებაროს LGT მოვლენებს და რომ ასეთი მოვლენები სავარაუდოდ მოიცავდა დნმ – ის მცირე მონაკვეთებს (დამატებითი ფაილი 4 ა). ნარჩენი ჰომოპლაზიების (მასალებისა და მეთოდების) ჩვენმა ტესტმა გამოიწვია ხე, რომელიც საოცრად ჰგავს წინა ტოპოლოგიას (დამატებითი ფაილი 4 ბ, გ). ტოპოლოგიურ მსგავსებებს აქვთ სამი ახსნა: 1) დნმ -ის პრეფერენციული გადაცემის ნაკლებობა, რომელიც ყოველთვის მოიცავს ერთსა და იმავე შთამომავლობას (არა მაგისტრალები გენის გაზიარების), 2) კონვერგენციული ან საპირისპირო მუტაციები თანაბრად ვრცელდება ფილოგენეზზე და 3) თანმიმდევრობის შეცდომები თანაბრად ვრცელდება ფილოგენეტიკურ სივრცეში. ჰომოპლასტიკური მუტაციების სტოქასტურმა ცვალებადობამ და თანმიმდევრობის შეცდომებმა შეიძლება ახსნას ტოპოლოგიური განსხვავებები B. mallei clade, რომელსაც უმეტესად მხარს უჭერდნენ არაჰომოპლასტიკური პერსონაჟები. სამივე პარამეტრის სტოქასტური ცვალებადობა შეიძლება იყოს საკმარისი, რათა გამოიწვიოს ტოპოლოგიური განსხვავებები მათ შორის B. pseudomallei ურთიერთობები, თუმცა, რადგან ოთხი შეცვლილი ბიფურკაციიდან სამი სტატისტიკურად მყარია, ჩვენ ეჭვი გვაქვს, რომ LGT– ის ზოგიერთი მოვლენა თანმიმდევრულად ერთსა და იმავე შთამომავლობას მოიცავს. ჰომოპლასტიკური SNP– ით შექმნილი ხეებისა და ყველა ორთოლოგიურად გაზიარებული SNP– ის თანხვედრა კიდევ უფრო ზრდის ჩვენს ნდობას, რომ გამოსახული ფილოგენეტიკური ურთიერთობები იძლევა გონივრულ ჰიპოთეზას ცალკეული იზოლირებული პირების წარმოშობის ფაქტობრივი მოდელების შესახებ. რაც უფრო მეტი ტაქსონის დამატება გაზრდის ფილოგენეტიკურ სიზუსტეს [34], ჩვენ ეჭვი გვაქვს, რომ ვერტიკალური წარმოშობის ფაქტობრივი ნიმუშები კიდევ უფრო მკაფიო გახდება, რადგან უფრო მეტი გენომი იქნება თანმიმდევრული. ეს ადასტურებს ორგანიზმების ამ ჯგუფის ძირითადი ევოლუციური ისტორიის ფილოგენეტიკური ხით და არა ქსელით გამოსახვის მიზანშეწონილობას, რადგან ცალკეული LGT მოვლენები არ მოიცავს გენომის საკმარის დიდ ნაწილს, რათა დაარღვიოს ძირითადი ფილოგენეტიკური ნიმუშები. სხვა სიტყვებით რომ ვთქვათ, LGT– ის მაღალი დონის მიუხედავად, ძირითადი ევოლუციური ტრაექტორია შეიძლება განისაზღვროს და მიჰყვება ორმხრივ მოდელს. მართლაც, ინდივიდუალური გენების ევოლუციური ისტორიის დადგენისას, ამ მოვლენების ასახვა ძირითად ფილოგენეტიკურ ხეზე მოგაწვდით ინფორმაციას გენების ნაკადის შესახებ სახეობებში და გამოიწვევს ბირთვის ხეს უფრო ქსელის მსგავსი. ეს ანალიზები ცხადყოფს მთელი გენომის ორთოლოგიური SNP- ების მნიშვნელობას და აუცილებლობას წარმოშობის ნიმუშების განსაზღვრისათვის იმ ორგანიზმებშიც კი, რომლებიც არ არიან მთლიანად კლონურები, LGT– ს მაღალი დონით. მცირე რაოდენობის გენების თანმიმდევრობა, როგორიცაა MLST სქემები, უკიდურესად არასაკმარისი იქნება ამ ურთიერთობების განსაზღვრისათვის.

გენების ნაკადის დინამიკა გამოვლინდა MLST მონაცემებით

მიუხედავად იმისა, რომ ერთი სახეობიდან 23 WGS- ის გამოყენება მაღალია მიკრობული ფილოგენეტიკური კვლევებისთვის, ეს რიცხვი სულ უფრო და უფრო მცირერიცხოვანი იქნება, რადგანაც თანმიმდევრობის ტექნოლოგიების ღირებულება და სიჩქარე იზრდება. თუმცა, იმ დღემდე, სანამ ერთი სახეობის ასობით გენომი დალაგდება, ფილოგენეტიკური ანალიზი განიცდის შეზღუდული ტაქსონის შერჩევას, რომელიც შეიძლება არ წარმოადგენდეს ბუნებრივ მრავალფეროვნებას. ამიტომ აუცილებელია, რომ ასეთი ფილოგენეტიკური ინფორმაცია ინტეგრირებული იყოს იზოლირებული იზოლატების უფრო ფართო შერჩევის მონაცემებთან, მიუხედავად იმისა, რომ გენოტიპური მონაცემები უფრო შეზღუდული იქნება. მიუხედავად MLST- ისა და პროგრამის eBURST [35] ფილოგენეტიკური დასკვნების შეზღუდვისა ცალკეულ იზოლირებულებს შორის ზუსტი ევოლუციური ურთიერთობების დასადგენად [26, 36], MLST– ის დიდი რაოდენობა მაინც წარმოადგენს მნიშვნელოვან რესურსს, საიდანაც შესაძლებელია მოსახლეობის დონის ტენდენციების გააზრება. ალელების სიხშირის ანალიზს შეუძლია ხელი შეუწყოს განსხვავებული პოპულაციების აღიარებას, ხოლო პოპულაციებს შორის ალელური მრავალფეროვნების შედარება ინფორმაციულია, ვინაიდან მოსალოდნელია, რომ უძველესი პოპულაციები უფრო მრავალფეროვანია, ვიდრე უახლესი პოპულაციები, სადაც გენეტიკური მრავალფეროვნება შემოიფარგლება დამფუძნებლების ეფექტებით [37]. ასევე, პოპულაციურ და შიდა პოპულაციურ კავშირებს, რომლებიც იზომება ალელების გაზიარებით, შეიძლება მიუთითებდეს ჰორიზონტალური გენის გადაცემის და ურთიერთკავშირის დონეზე. დაბოლოს, MLST მონაცემები შეიძლება გამოყენებულ იქნას რეკომბინაციის დონის შესაფასებლად, რომელიც უზრუნველყოფს LGT სიხშირეების შესახებ ჰომოპლაზიის გაზომვას, ასოციაციის სტანდარტიზებულ ინდექსს [38] და რეკომბინაციისა და მუტაციის შედარებითი წვლილს მრავალფეროვნების გამომუშავებაში [39]. ამიტომ ჩვენ გავაანალიზეთ MLST მონაცემები & gt1,700 იზოლატიდან B. thailandensis, B. pseudomalleiდა B. mallei ონლაინ მონაცემთა ბაზიდან http://bpseudomallei.mlst.net გადმოწერილი 2008 წლის 28 ივლისს. B. pseudomallei ამ მონაცემთა ბაზის იზოლატები შეგროვდა ადამიანებისა და ცხოველების ინფექციებისგან, ასევე გარემოსდაცვითი სხვადასხვა წყაროდან. როგორც მოსალოდნელი იყო, STS, რომლებიც გვხვდება კლინიკურ და ცხოველთა შემთხვევებში, არის ქვეგანყოფილება გარემოში ნაპოვნი. ST– ების დაახლოებით 47% არის სამხრეთ -აღმოსავლეთ აზიიდან, 45% ავსტრალიიდან და 8% სხვა გეოგრაფიული რეგიონებიდან.

შემორჩენილი B. pseudomallei ქმნიან ორ პოპულაციას: ერთი მეტწილად ავსტრალიის იზოლირებულებისაგან და მეორე ძირითადად სამხრეთ -აღმოსავლეთ აზიის იზოლატებისგან (ΦPT = 0.117 = 0.001 სურათი 3). ამ განსხვავებული პოპულაციის არსებობა დადასტურდა MLST მონაცემების სისტემატური ანალიზის გამოყენებით. ბაიესზე დაფუძნებული კლასტერული ალგორითმი [40] გამოყენებულ იქნა ინდივიდუალური ST- ების მინიჭებისათვის პოპულაციებისთვის არა აპრიორი დაჯგუფებების განსაზღვრა (სურათი 3). თითოეული გამეორებისთვის, თითოეული ST ენიჭება ერთს მოსახლეობა. გამეორებების პროპორცია, სადაც ST არის მინიჭებული თითოეულ პოპულაციაზე, მითითებულია სხვადასხვა ფერებით და ჯამი ერთზე. ST– ების დაყოფა გეოგრაფიულად დაფუძნებულ სამ კატეგორიად (ავსტრალია, სამხრეთ -აღმოსავლეთ აზია და დანარჩენი მსოფლიო) დაადასტურა ორი ძირითადი პოპულაციის არსებობა და მათი გეოგრაფიული ურთიერთობა. ღირებულების გაზრდა retained the two major populations but with further subdivision in both, indicating that the coherence of either population is not merely an artefact of intensive sampling in a single geographic region. STs incorrectly attributed to a geographic region either by mistake or by not taking into account the travel history of a patient [41] are easily identified by colored bars that are distinct from the surrounding vertical bars, indicating that they are genetically more similar to a different group, and providing further confidence in these results. STs from the rest of the world did not form a separate population even as was increased, but rather were assigned to either the Australasian or Southeast Asian population, again suggesting that the observed patterns are not the result of uneven geographic sampling. Most of these STs are from isolates found in temperate geographic regions not normally associated with B. pseudomalleiრა It seems likely that such isolates are associated with either recent travel to endemic areas, or relatively recent introduction events. The statistically significant ΦPT value suggests that these two populations are sexually isolated from each other, while FST values show the divergence of each population from an estimated ancestral population (FST = 0.03 and 0.21 for the Australasian and Southeast Asian populations, respectively). The low divergence of the Australasian population and high divergence of the Southeast Asian population is expected, given our phylogenetic analyses which show that the Australasian population is paraphyletic and ancestral to the monophyletic Southeast Asian population.

Estimated population structure of B. pseudomallei / mallei using multilocus sequence typing dataრა Each thin vertical line represents an ST and is divided into K portions that represent the estimated membership in K populations. Geographic affiliations of STs are labeled below the figure.

The ancestral nature of the Australasian B. pseudomallei population was also confirmed with other analyses. An eBURST population snapshot of the MLST data depicts the connectedness of all 641 STs identified among the >1,700 isolates (Figure 4). The periphery of this population snapshot is dominated by singleton STs, mostly from Australia, that share few, if any, loci with other STs. The large central complex contains STs that share many alleles across the seven loci these isolates are mostly from Southeast Asia, although some are Australasian. The next largest complex is comprised solely of B. thailandensis STs, none of which share >4 alleles with any STs from the other species. Conversely, B. mallei is represented by just two STs that differ from each other by a single SNP in one locus, and also share as many as five loci with some B. pseudomallei STs.

eBURST population snapshot of B. pseudomallei and closely related speciesრა Dots represent individual MLST sequence types from Australia (red) and other countries (black). Single locus variants are connected by black (to predicted clonal complex founder) and pink lines (alternative single locus variants), whereas double locus variants are connected by blue lines. Isolates with WGSs are indicated, except BCC215, 91, 4, and 700388 as their sequence types are novel and are not yet included in the database.

There is a high degree of interconnectedness in the Southeast Asian population of B. pseudomallei that is not observed in the Australasian population (Figure 4). The Southeast Asian population contains a smaller number of MLST alleles, but they are mixed into a greater number of STs compared to the Australasian isolates (Figure 5). While the lower allelic diversity in the Southeast Asian population may be due to purging genetic novelties through recombination, this pattern is consistent with founder effects. Indeed, the greater allelic diversity of the Australasian population and its greater SNP-based diversity are consistent with the ancestral nature of the Australasian population as defined by phylogenetic analysis of the WGSs. The greater number of single, double, and triple locus variants in the Southeast Asian population suggests that this population recombines more frequently than the Australasian population (Figure 6), or the Australasian population contains a much deeper gene pool, resulting in any two isolates having a lower probability of obtaining the same MLST allele.

B. pseudomallei multilocus sequence typing diversity of isolates from Australia, Papua New Guinea, and New Caledonia (red), and the rest of the world (black)რა Allelic diversity at each locus is greater for the 811 isolates from Australia, Papua New Guinea, and New Caledonia than the 801 isolates from the rest of the world, suggesting an ancestral Australasian population. Conversely, the number of sequence types (STs) found in the rest of the world is greater than the number found in Australasia, suggesting lower levels of recombination in Australasia.

Depiction of higher interconnectivity of Southeast Asian sequence types compared to Australian sequence typesრა Red bars represent Australian STs and gray bars represent Southeast Asian STs. Height of each bar is the proportion of STs that possess at least one single, double, or triple locus variant. Horizontal lines represent unit increments of the numbers of variants for each category (მაგალითად., 0.23 of the Australian STs have only one single locus variant, whereas 0.06 have two single locus variants and 0.04 have three single locus variants). Sum of columns for each region is greater than one as each ST can have variants in each column.

Other measurements of the extent of LGT within a species suggests that recombination plays a much greater role than mutation in generating diversity in MLST loci for B. pseudomalleiრა We measured the standardized index of association [38], the relative contribution of recombination and mutation in generating diversity [39], and the average Nei's [42] diversity across MLST loci, for B. pseudomallei as well as 10 other species, some of which are often cited as being highly recombinagenic with regard to the relative contribution of recombination versus mutation. For Neisseria meningitidis [43], Streptococcus pneumoniae [43], Enterococcus faecium [44], Staphylococcus epidermidis [45] and სტაფილოკოკის ბაქტერია [46], we used previously published values for the ratio of recombination to mutation. All other calculations (excluding those for B. pseudomallei) were based on MLST data from online databases (http://www.mlst.net and http://pubmlst.org, accessed May 23, 2009) (Figure 7 and Additional file 5). The recombination to mutation ratio is indicative of the contribution of recombination relative to mutation in generating allelic diversity [39] which can be measured by Nei's diversity index [42]. The index of association (I s ) measures the degree of association between loci where low values are indicative of linkage equilibrium and high levels of LGT [47]. Higher I s values do not necessarily indicate clonality as linkage disequilibrium can be caused by population structuring of a highly recombinant species [47]. For H. pylori, recombination gives rise to new MLST alleles only 1.5 times as often as mutation therefore, the extremely high diversity can only be the result of high rates of both mutation and recombination. Given such high rates of recombination, the high index of association must be indicative of highly structured populations as has previously been reported [37]. განსხვავებით H. pylori, recombination in B. pseudomallei is between 18 and 30 times more likely to generate new alleles than mutation, a result consistent with previous analyses [48]. The low diversity in B. pseudomallei suggests that neither recombination nor mutation are very frequent while low index of association values suggest that this population is almost panmictic although significant linkage disequilibrium exists (P < 0.05). The overall population cannot be completely panmictic as population genetic analyses show two distinct populations. Thus panmixia must occur within populations. As might be expected by the greater interconnection of Southeast Asian STs compared to Australian STs (Figures 4 and 6), the recombination to mutation ratio for the Southeast Asian population is approximately 1.7 times higher than in the Australian population.

Comparison of population metrics across 11 bacterial speciesრა The per-allele recombination to mutation parameter (r/m allele) suggests that B. pseudomallei alleles are between 18 and 30 times more likely to change by recombination rather than mutation. This value is higher than for any other bacterial species yet reported. The low standardized index of association suggests that these populations approach panmixia, and Nei's diversity index suggest that these species are less diverse than many other species.


7.1: Recombination - Biology

A subscription to J o VE is required to view this content. You will only be able to see the first 20 seconds .

The JoVE video player is compatible with HTML5 and Adobe Flash. Older browsers that do not support HTML5 and the H.264 video codec will still use a Flash-based video player. We recommend downloading the newest version of Flash here, but we support all versions 10 and above.

If that doesn't help, please let us know.

An essential requirement of DNA replication is to maintain the integrity of the genetic material. For this reason double-strand breaks are preferentially repaired by homologous recombination and it is typically carried out after DNA synthesis when the two daughter DNA molecules are in proximity, and one can serve as a template for repair of the other.

In eukaryotes, a protein complex called MRN, composed of specialized nucleases degrade the damaged ends of the DNA while ends tethered to each other. The DNA is left with single-strand overhangs of 3-4 nucleotides with a 3’ OH end. This single-stranded section is stabilized by RPA proteins until Rad51 - homolog of prokaryotic protein RecA - is activated by ATP, and binds to the DNA forming a filament.

In the filament, the DNA exists as triplets of nucleotides where the DNA backbone is unwound between adjacent triplets. This DNA-protein filament binds to a duplex DNA from a sister chromatid by stretching the intact template DNA and destabilizing it, so that the two strands can be easily pulled apart and the broken strand can attempt to bind to the template, in a process known as strand invasion.

The invading strand searches for undamaged, homologous sequences in the genomic DNA by trying to form base pairs in a block of three nucleotides. If the basepairs mismatch, the invading DNA dissociates and looks for other homologous regions. If one triplet from the invading strand matches with the template, then the next three nucleotides are sampled. 

If a sequence matches for a stretch of at least five triplets, a displacement loop structure is formed, with DNA polymerase using the invaded strand as a template.

Following this, a helicase displaces the now extended invading strand which basepairs with the uncoated damaged strand. Next, the second damaged strand anneals to the complementary strand of the template DNA for another round of DNA synthesis. Finally, the sister strands dissociate and a DNA ligase seals the nicks, restoring the repaired helices, and ensuring accurate repair of the intact chromosome. 

7.8: Homologous Recombination

The basic reaction of homologous recombination (HR) involves two chromatids that contain DNA sequences sharing a significant stretch of identity. One of these sequences uses a strand from another as a template to synthesize DNA in an enzyme-catalyzed reaction. The final product is a novel amalgamation of the two substrates. To ensure an accurate recombination of sequences, HR is restricted to the S and G2 phases of the cell cycle. At these stages, the DNA has been replicated already and the likelihood of an identical or similar DNA sequence on a sister chromatid is high. Thus, the timing of repair prevents recombination between non-identical sequences. This is a critical feature of HR, particularly during the recombination of parental DNA sequences in an offspring, where faulty HR can lead to loss of the entire gene and the surrounding chromosomal region.

The accurate repair ensured by HR has been applied in gene-editing techniques. HR is the earliest method that has been used to edit genomes in living cells. The CRISPR-Cas9 system is used to create targeted double-strand breaks to correct disease-causing mutations in the genome. The isolated fragments are taken up by cells, where they can recombine with cellular DNA and replace the targeted region of the genome. HR mechanisms govern the repair of the breaks and their accurate recombination with the cellular genome. To help the HR proteins localize precisely at double-strand breaks, Cas9 proteins are fused with HR effector proteins that can recruit repair proteins at the damaged sites. Studies have shown that fusing Cas9 with proteins such as CtIP, Rad52, and Mre11 can increase HR events in the cell by two-folds while discouraging Non-homologous end joining. Such applications of HR in genome editing can revolutionize gene therapy and provide treatment for genetic diseases that are currently considered incurable.


Abstract

Sperm activation is a fascinating example of cell differentiation, in which immotile spermatids undergo a rapid and dramatic transition to become mature, motile sperm. Because the sperm nucleus is transcriptionally silent, this transition does not involve transcriptional changes. Although Caenorhabditis elegans is a leading model for studies of sperm activation, the mechanisms by which signaling pathways induce this transformation remain poorly characterized. Here we show that a conserved transmembrane zinc transporter, ZIPT-7.1, regulates the induction of sperm activation in Caenorhabditis nematodes. ის zipt-7.1 mutant hermaphrodites cannot self-fertilize, and males reproduce poorly, because mutant spermatids are defective in responding to activating signals. ის zipt-7.1 gene is expressed in the germ line and functions in germ cells to promote sperm activation. When expressed in mammalian cells, ZIPT-7.1 mediates zinc transport with high specificity and is predominantly located on internal membranes. Finally, genetic epistasis places zipt-7.1 at the end of the spe-8 sperm activation pathway, and ZIPT-7.1 binds SPE-4, a presenilin that regulates sperm activation. Based on these results, we propose a new model for sperm activation. In spermatids, inactive ZIPT-7.1 is localized to the membranous organelles, which contain higher levels of zinc than the cytoplasm. When sperm activation is triggered, ZIPT-7.1 activity increases, releasing zinc from internal stores. The resulting increase in cytoplasmic zinc promotes the phenotypic changes characteristic of activation. Thus, zinc signaling is a key step in the signal transduction process that mediates sperm activation, and we have identified a zinc transporter that is central to this activation process.


References

Adams, M. D., McVey, M., & Sekelsky, J. J. (2003). Drosophila BLM in double-strand break repair by synthesis-dependent strand annealing. მეცნიერება, 299(5604), 265–267.

Allen, C., Kurimasa, A., Brenneman, M. A., Chen, D. J., & Nickoloff, J. A. (2002). DNA-dependent protein kinase suppresses double-strand break-induced and spontaneous homologous recombination. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 99(6), 3758–3763.

Anand, R., Jasrotia, A., Bundschuh, D., Howard, S. M., Ranjha, L., Stucki, M., et al. (2019). NBS1 promotes the endonuclease activity of the MRE11-RAD50 complex by sensing CtIP phosphorylation. ჟურნალი EMBOრა https://doi.org/10.15252/embj.2018101005.

Anand, R., Ranjha, L., Cannavo, E., & Cejka, P. (2016). Phosphorylated CtIP functions as a co-factor of the MRE11-RAD50-NBS1 endonuclease in DNA end resection. Molecular Cell, 64(5), 940–950. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2016.10.017.

Bachrati, C. Z., Borts, R. H., & Hickson, I. D. (2006). Mobile D-loops are a preferred substrate for the Bloom’s syndrome helicase. Nucleic Acids Research, 34(8), 2269–2279. https://doi.org/10.1093/nar/gkl258.

Bender, C. F., Sikes, M. L., Sullivan, R., Huye, L. E., & Petrini, J. H. J. (2002). Cancer predisposition and hematopoietic failure in RAD50(S/S) mice. Genes & Development, 16(17), 2237–2251.

Bennett, R. J., Sharp, J. A., & Wang, J. C. (1998). Purification and characterization of the Sgs1 DNA helicase activity of Saccharomyces cerevisiae. Journal of Biological Chemistry, 273(16), 9644–9650.

Bernstein, K. A., Gangloff, S., & Rothstein, R. (2010). The RecQ DNA helicases in DNA repair. Annual Review of Genetics, 44, 393–417. https://doi.org/10.1146/annurev-genet-102209-163602.

Boddy, M. N., Gaillard, P. H., Mcdonald, W. H., Shanahan, P., Yates, J. R., & Russell, P. (2001). Mus81-Eme1 are essential components of a Holliday junction resolvase. Cell, 107(4), 537–548.

Buis, J., Wu, Y., Deng, Y., Leddon, J., Westfield, G., Eckersdorff, M., et al. (2008). Mre11 nuclease activity has essential roles in DNA repair and genomic stability distinct from ATM activation. Cell, 135(1), 85–96. https://doi.org/10.1016/j.cell.2008.08.015.

Bunting, S. F., Callen, E., Wong, N., Chen, H. T., Polato, F., Gunn, A., et al. (2010). 53BP1 inhibits homologous recombination in Brca1-deficient cells by blocking resection of DNA breaks. Cell, 141(2), 243–254. https://doi.org/10.1016/j.cell.2010.03.012.

Bussen, W., Raynard, S., Busygina, V., Singh, A. K., & Sung, P. (2007). Holliday junction processing activity of the BLM-Topo IIIalpha-BLAP75 complex. Journal of Biological Chemistry, 282(43), 31484–31492. https://doi.org/10.1074/jbc.M706116200.

Cannavo, E., & Cejka, P. (2014). Sae2 promotes dsDNA endonuclease activity within Mre11-Rad50-Xrs2 to resect DNA breaks. Nature, 514(7520), 122–125. https://doi.org/10.1038/nature13771.

Cannavo, E., Reginato, G., & Cejka, P. (2019). Stepwise 5’ DNA end-specific resection of DNA breaks by the Mre11-Rad50-Xrs2 and Sae2 nuclease ensemble. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 116(12), 5505–5513. https://doi.org/10.1073/pnas.1820157116.

Carney, J. P., Maser, R. S., Olivares, H., Davis, E. M., & Petrini, J. H. J. (1998). The hMre11/hRad50 protein complex and nijmegen breakage syndrome: linkage of double-strand break repair to the cellular DNA damage response. Cell, 93(3), 477–486.

Cejka, P., Cannavo, E., Polaczek, P., Masuda-Sasa, T., Pokharel, S., Campbell, J. L., et al. (2010). DNA end resection by Dna2-Sgs1-RPA and its stimulation by Top3-Rmi1 and Mre11-Rad50-Xrs2. Nature, 467(7311), 112–116. https://doi.org/10.1038/nature09355.

Chaganti, R., Schonberg, S., & German, J. (1974). A manyfold increase in sister chromatid exchanges in Bloom’s syndrome lymphocytes. Proceedings of the National Academy of Sciences, 71(11), 4508–4512.

Chen, H., Lisby, M., & Symington, L. S. (2013). RPA coordinates DNA end resection and prevents formation of DNA hairpins. Molecular Cell, 50(4), 589–600. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2013.04.032.

Ciccia, A., & Elledge, S. J. (2010). The DNA damage response: making it safe to play with knives. Molecular Cell, 40(2), 179–204. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2010.09.019.

Clouaire, T., Rocher, V., Lashgari, A., Arnould, C., Aguirrebengoa, M., Biernacka, A., et al. (2018). Comprehensive mapping of histone modifications at DNA double-strand breaks deciphers repair pathway chromatin signatures. Molecular Cell, 72(2), 250–262. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2018.08.020.

Croteau, D. L., Popuri, V., Opresko, P. L., & Bohr, V. A. (2014). Human RecQ helicases in DNA repair, recombination, and replication. Annual Review of Biochemistry, 83, 519–552. https://doi.org/10.1146/annurev-biochem-060713-035428.

D’Amours, D., & Jackson, S. P. (2002). The Mre11 complex: at the crossroads of dna repair and checkpoint signalling. Nature Reviews Molecular Cell Biology, 3(5), 317–327. https://doi.org/10.1038/nrm805.

Daley, J. M., Niu, H., Miller, A. S., & Sung, P. (2015). Biochemical mechanism of DSB end resection and its regulation. DNA Repair (Amst), 32, 66–74. https://doi.org/10.1016/j.dnarep.2015.04.015.

Deshpande, R. A., Myler, L. R., Soniat, M. M., Makharashvili, N., Lee, L., Lees-Miller, S. P., et al. (2020). DNA-dependent protein kinase promotes DNA end processing by MRN and CtIP. Science Advances, 6(2), 922.

Doil, C., Mailand, N., Bekker-Jensen, S., Menard, P., Larsen, D. H., Pepperkok, R., et al. (2009). RNF168 binds and amplifies ubiquitin conjugates on damaged chromosomes to allow accumulation of repair proteins. Cell, 136(3), 435–446. https://doi.org/10.1016/j.cell.2008.12.041.

Dolganov, G. M., Maser, R. S., Novikov, A., Tosto, L., Chong, S., Bressan, D. A., et al. (1996). Human Rad50 is physically associated with human Mre11: Identification of a conserved multiprotein complex implicated in recombinational DNA repair. Molecular and Cellular Biology, 16(9), 4832–4841.

Eid, W., Steger, M., El-Shemerly, M., Ferretti, L. P., Pena-Diaz, J., Konig, C., et al. (2010). DNA end resection by CtIP and exonuclease 1 prevents genomic instability. EMBO Reports, 11(12), 962–968. https://doi.org/10.1038/embor.2010.157.

Featherstone, C., & Jackson, S. P. (1999). DNA double-strand break repair. Current Biology, 9(20), R759–R761. https://doi.org/10.1016/s0960-9822(00)80005-6.

Filippo, J. S., Sung, P., & Klein, H. (2008). Mechanism of eukaryotic homologous recombination. Annual Review of Biochemistry, 77, 229–257. https://doi.org/10.1146/annurev.biochem.77.061306.125255.

Gangloff, S., McDonald, J. P., Bendixen, C., Arthur, L., & Rothstein, R. (1994). The yeast type I topoisomerase Top3 interacts with Sgs1, a DNA helicase homolog: A potential eukaryotic reverse gyrase. Molecular and Cellular Biology., 2, 2.

Gangloff, S., Soustelle, C., & Fabre, F. (2000). Homologous recombination is responsible for cell death in the absence of the Sgs1 and Srs2 helicases. Nature Genetics, 25(2), 192–194.

Garcia, V., Phelps, S. E., Gray, S., & Neale, M. J. (2011). Bidirectional resection of DNA double-strand breaks by Mre11 and Exo1. Nature, 479(7372), 241–244. https://doi.org/10.1038/nature10515.

Gravel, S., Chapman, J. R., Magill, C., & Jackson, S. P. (2008). DNA helicases Sgs1 and BLM promote DNA double-strand break resection. Genes & Development, 22(20), 2767–2772. https://doi.org/10.1101/gad.503108.

Haber, J. E. (1998). The many interfaces of Mre11. Cell, 95(5), 583–586.

Hopfner, K. P., Karcher, A., Craig, L., Woo, T. T., Carney, J. P., & Tainer, J. A. (2001). Structural biochemistry and interaction architecture of the DNA double-strand break repair Mre11 nuclease and RAD50-ATPase. Cell, 105(4), 473–485.

Hu, J., Sun, L., Shen, F., Chen, Y., Hua, Y., Liu, Y., et al. (2012). The intra-S phase checkpoint targets Dna2 to prevent stalled replication forks from reversing. Cell, 149(6), 1221–1232. https://doi.org/10.1016/j.cell.2012.04.030.

Hu, Y., Raynard, S., Sehorn, M. G., Lu, X., Bussen, W., Zheng, L., et al. (2007). RECQL5/Recql5 helicase regulates homologous recombination and suppresses tumor formation via disruption of Rad51 presynaptic filaments. Genes & Development, 21(23), 3073–3084. https://doi.org/10.1101/gad.1609107.

Huertas, P., Cortes-Ledesma, F., Sartori, A. A., Aguilera, A., & Jackson, S. P. (2008). CDK targets Sae2 to control DNA-end resection and homologous recombination. Nature, 455(7213), 689–692. https://doi.org/10.1038/nature07215.

Hunter, N. (2015). Meiotic recombination: The essence of heredity. Cold Spring Harbor Perspectives in Biologyრა https://doi.org/10.1101/cshperspect.a016618.

Ip, S. C., Rass, U., Blanco, M. G., Flynn, H. R., Skehel, J. M., & West, S. C. (2008). Identification of Holliday junction resolvases from humans and yeast. Nature, 456(7220), 357–361. https://doi.org/10.1038/nature07470.

Ira, G., Malkova, A., Liberi, G., Foiani, M., & Haber, J. E. (2003). Srs2 and Sgs1–Top3 suppress crossovers during double-strand break repair in yeast. Cell, 115(4), 401–411.

Ira, G., Pellicioli, A., Balijja, A., Wang, X., Fiorani, S., Carotenuto, W., et al. (2004). DNA end resection, homologous recombination and DNA damage checkpoint activation require CDK1. Nature, 431(7011), 1011–1017. https://doi.org/10.1038/nature02964.

Jackson, S. P., & Bartek, J. (2009). The DNA-damage response in human biology and disease. Nature, 461(7267), 1071–1078. https://doi.org/10.1038/nature08467.

Jasin, M., & Rothstein, R. (2013). Repair of strand breaks by homologous recombination. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology, 5(11), a012740. https://doi.org/10.1101/cshperspect.a012740.

Kadyk, L. C., & Hartwell, L. H. (1992). Sister chromatids are preferred over homologs as substrates for recombinational repair in saccharomyces-cerevisiae. Genetics, 132(2), 387–402.

Kaliraman, V., Mullen, J. R., Fricke, W. M., Bastin-Shanower, S. A., & Brill, S. J. (2001). Functional overlap between Sgs1–Top3 and the Mms4–Mus81 endonuclease. Genes & Development, 15(20), 2730–2740.

Keeney, S. (2001). Mechanism and control of meiotic recombination initiation. Current Topics in Developmental Biology, 52, 1–53. https://doi.org/10.1016/s0070-2153(01)52008-6.

Keijzers, G., Bakula, D., Petr, M. A., Madsen, N. G. K., Teklu, A., Mkrtchyan, G., et al. (2018). Human exonuclease 1 (EXO1) regulatory functions in DNA replication with putative roles in cancer. International Journal of Molecular Sciencesრა https://doi.org/10.3390/ijms20010074.

Kim, J. H., Kim, H. D., Ryu, G. H., Kim, D. H., Hurwitz, J., & Seo, Y. S. (2006). Isolation of human Dna2 endonuclease and characterization of its enzymatic properties. Nucleic Acids Research, 34(6), 1854–1864. https://doi.org/10.1093/nar/gkl102.

Krejci, L., Van Komen, S., Li, Y., Villemain, J., Reddy, M. S., Klein, H., et al. (2003). DNA helicase Srs2 disrupts the Rad51 presynaptic filament. Nature, 423(6937), 305–309. https://doi.org/10.1038/nature01577.

Lam, I., & Keeney, S. (2014). Mechanism and regulation of meiotic recombination initiation. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology, 7(1), a016634. https://doi.org/10.1101/cshperspect.a016634.

Langerak, P., Mejia-Ramirez, E., Limbo, O., & Russell, P. (2011). Release of Ku and MRN from DNA ends by Mre11 nuclease activity and Ctp1 is required for homologous recombination repair of double-strand breaks. PLoS Genetics, 7(9), e1002271. https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1002271.

Leonard, W., & Hickson, I. D. (2003). The Bloom’s syndrome helicase suppresses crossing over during homologous recombination. Nature, 426(6968), 870–874.

Li, G., Liu, D., Zhang, X., Quan, R., Zhong, C., Mo, J., et al. (2018). Suppressing Ku70/Ku80 expression elevates homology-directed repair efficiency in primary fibroblasts. International Journal of Biochemistry & Cell Biology, 99, 154–160. https://doi.org/10.1016/j.biocel.2018.04.011.

Lieber, M. R. (2010). The mechanism of double-strand DNA break repair by the nonhomologous DNA end-joining pathway. Annual Review of Biochemistry, 79, 181–211. https://doi.org/10.1146/annurev.biochem.052308.093131.

Lisby, M., Barlow, J. H., Burgess, R. C., & Rothstein, R. (2004). Choreography of the DNA damage response: Spatiotemporal relationships among checkpoint and repair proteins. Cell, 118(6), 699–713. https://doi.org/10.1016/j.cell.2004.08.015.

Liu, B., Hu, J., Wang, J., & Kong, D. (2017). Direct Visualization of RNA-DNA primer removal from okazaki fragments provides support for flap cleavage and exonucleolytic pathways in eukaryotic cells. Journal of Biological Chemistry, 292(12), 4777–4788. https://doi.org/10.1074/jbc.M116.758599.

Lord, C. J., & Ashworth, A. (2016). BRCAness revisited. Nature Reviews Cancer, 16(2), 110–120. https://doi.org/10.1038/nrc.2015.21.

Mailand, N., Bekker-Jensen, S., Faustrup, H., Melander, F., Bartek, J., Lukas, C., et al. (2007). RNF8 ubiquitylates histones at DNA double-strand breaks and promotes assembly of repair proteins. Cell, 131(5), 887–900. https://doi.org/10.1016/j.cell.2007.09.040.

Manfrini, N., Guerini, I., Citterio, A., Lucchini, G., & Longhese, M. P. (2010). Processing of meiotic DNA double strand breaks requires cyclin-dependent kinase and multiple nucleases. Journal of Biological Chemistry, 285(15), 11628–11637. https://doi.org/10.1074/jbc.M110.104083.

Manolis, K. G., Nimmo, E. R., Hartsuiker, E., Carr, A. M., Jeggo, P. A., & Allshire, R. C. (2001). Novel functional requirements for non-homologous DNA end joining in Schizosaccharomyces pombe. The EMBO journal, 20(1–2), 210–221.

Masuda-Sasa, T., Imamura, O., & Campbell, J. L. (2006). Biochemical analysis of human Dna2. Nucleic Acids Research, 34(6), 1865–1875. https://doi.org/10.1093/nar/gkl070.

Masuda-Sasa, T., Polaczek, P., & Campbell, J. L. (2006). Single strand annealing and ATP-independent strand exchange activities of yeast and human DNA2: Possible role in Okazaki fragment maturation. Journal of Biological Chemistry, 281(50), 38555–38564. https://doi.org/10.1074/jbc.M604925200.

Mehta, A., & Haber, J. E. (2014). Sources of DNA double-strand breaks and models of recombinational DNA repair. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology, 6(9), a016428. https://doi.org/10.1101/cshperspect.a016428.

Mimitou, E. P., & Symington, L. S. (2008). Sae2, Exo1 and Sgs1 collaborate in DNA double-strand break processing. Nature, 455(7214), 770–774. https://doi.org/10.1038/nature07312.

Mimitou, E. P., Yamada, S., & Keeney, S. (2017). A global view of meiotic double-strand break end resection. მეცნიერება, 355(6320), 40–45. https://doi.org/10.1126/science.aak9704.

Mimori, T., & Hardin, J. A. (1986). Mechanism of interaction between Ku protein and DNA. Journal of Biological Chemistry, 261(22), 10375–10379.

Mirman, Z., Lottersberger, F., Takai, H., Kibe, T., Gong, Y., Takai, K., et al. (2018). 53BP1-RIF1-shieldin counteracts DSB resection through CST- and Polalpha-dependent fill-in. Nature, 560(7716), 112–116. https://doi.org/10.1038/s41586-018-0324-7.

Mullen, J. R., Nallaseth, F. S., Lan, Y. Q., Slagle, C. E., & Brill, S. J. (2005). Yeast Rmi1/Nce4 controls genome stability as a subunit of the Sgs1-Top3 complex. Molecular and Cellular Biology, 25(11), 4476–4487. https://doi.org/10.1128/MCB.25.11.4476-4487.2005.

Myler, L. R., Gallardo, I. F., Soniat, M. M., Deshpande, R. A., Gonzalez, X. B., Kim, Y., et al. (2017). Single-molecule imaging reveals how Mre11-Rad50-Nbs1 initiates DNA break repair. Molecular Cell, 67(5), 891–898. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2017.08.002.

Nimonkar, A. V., Genschel, J., Kinoshita, E., Polaczek, P., Campbell, J. L., Wyman, C., et al. (2011). BLM-DNA2-RPA-MRN and EXO1-BLM-RPA-MRN constitute two DNA end resection machineries for human DNA break repair. Genes & Development, 25(4), 350–362. https://doi.org/10.1101/gad.2003811.

Nimonkar, A. V., Oezsoy, A. Z., Genschel, J., Modrich, P., & Kowalczykowski, S. C. (2008). Human exonuclease 1 and Blm helicase interact to resect DNA and initiate DNA repair. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 105(44), 16906–16911.

Niu, H., Chung, W. H., Zhu, Z., Kwon, Y., Zhao, W., Chi, P., et al. (2010). Mechanism of the ATP-dependent DNA end-resection machinery from Saccharomyces cerevisiae. Nature, 467(7311), 108–111. https://doi.org/10.1038/nature09318.

Noordermeer, S. M., Adam, S., Setiaputra, D., Barazas, M., Pettitt, S. J., Ling, A. K., et al. (2018). The shieldin complex mediates 53BP1-dependent DNA repair. Nature, 560(7716), 117–121. https://doi.org/10.1038/s41586-018-0340-7.

Oakley, T. J., Goodwin, A., Chakraverty, R. K., & Hickson, I. D. (2002). Inactivation of homologous recombination suppresses defects in topoisomerase III-deficient mutants. DNA Repair, 1(6), 463–482.

Park, Y. B., Chae, J., Kim, Y. C., & Cho, Y. (2011). Crystal structure of human Mre11: Understanding tumorigenic mutations. Structure, 19(11), 1591–1602. https://doi.org/10.1016/j.str.2011.09.010.

Paull, T. T. (2018). 20 years of Mre11 biology: No end in sight. Molecular Cell, 71(3), 419–427. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2018.06.033.

Paull, T. T., & Gellert, M. (1998). The 3′ to 5′ exonuclease activity of Mre11 facilitates repair of DNA double-strand breaks. Molecular Cell, 1(7), 969–979.

Paull, T. T., & Gellert, M. (1999). NBS1 potentiates ATP-driven DNA unwinding and endonuclease cleavage by the MRE11/RAD50 complex. Genes & Development, 13(10), 1276–1288.

Petrini, J. H. (2000). The Mre11 complex and ATM: Collaborating to navigate S phase. Current Opinion in Cell Biology, 12(3), 293–296.

Price, B. D., & D’Andrea, A. D. (2013). Chromatin remodeling at DNA double-strand breaks. Cell, 152(6), 1344–1354. https://doi.org/10.1016/j.cell.2013.02.011.

Sancar, A., Lindsey-Boltz, L. A., Unsal-Kacmaz, K., & Linn, S. (2004). Molecular mechanisms of mammalian DNA repair and the DNA damage checkpoints. Annual Review of Biochemistry, 73, 39–85. https://doi.org/10.1146/annurev.biochem.73.011303.073723.

Sartori, A. A., Lukas, C., Coates, J., Mistrik, M., Fu, S., Bartek, J., et al. (2007). Human CtIP promotes DNA end resection. Nature, 450(7169), 509-U506. https://doi.org/10.1038/nature06337.

Shibata, A., Moiani, D., Arvai, A. S., Perry, J., Harding, S. M., Genois, M. M., et al. (2014a). DNA double-strand break repair pathway choice is directed by distinct MRE11 nuclease activities. Molecular Cell, 53(1), 7–18. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2013.11.003.

Shibata, A., Moiani, D., Arvai, A. S., Perry, J., Harding, S. M., Genois, M. M., et al. (2014b). DNA double-strand break repair pathway choice is directed by distinct MRE11 nuclease activities (vol 53, pg 7, 2014). Molecular Cell, 53(2), 361–361. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2014.01.008.

Sogo, J. M., Lopes, M., & Foiani, M. (2002). Fork reversal and ssDNA accumulation at stalled replication forks owing to checkpoint defects. მეცნიერება, 297(5581), 599–602. https://doi.org/10.1126/science.1074023.

Stewart, J. A., Miller, A. S., Campbell, J. L., & Bambara, R. A. (2008). Dynamic removal of replication protein A by Dna2 facilitates primer cleavage during Okazaki fragment processing in Saccharomyces cerevisiae. Journal of Biological Chemistry, 283(46), 31356–31365. https://doi.org/10.1074/jbc.M805965200.

Stracker, T. H., & Petrini, J. H. (2011). The MRE11 complex: Starting from the ends. Nature Reviews Molecular Cell Biology, 12(2), 90–103. https://doi.org/10.1038/nrm3047.

Sung, S., Li, F., Park, Y. B., Kim, J. S., Kim, A. K., Song, O. K., et al. (2014). DNA end recognition by the Mre11 nuclease dimer: Insights into resection and repair of damaged DNA. EMBO Journal, 33(20), 2422–2435. https://doi.org/10.15252/embj.201488299.

Symington, L. S. (2016). Mechanism and regulation of DNA end resection in eukaryotes. Critical Reviews in Biochemistry and Molecular Biology, 51(3), 195–212. https://doi.org/10.3109/10409238.2016.1172552.

Szankasi, P., & Smith, G. R. (1992). A DNA exonuclease induced during meiosis of Schizosaccharomyces pombe. Journal of Biological Chemistry, 267(5), 3014–3023.

Teixeira-Silva, A., Ait Saada, A., Hardy, J., Iraqui, I., Nocente, M. C., Freon, K., et al. (2017). The end-joining factor Ku acts in the end-resection of double strand break-free arrested replication forks. ბუნების კომუნიკაციები, 8(1), 1982. https://doi.org/10.1038/s41467-017-02144-5.

Tomimatsu, N., Mukherjee, B., Catherine Hardebeck, M., Ilcheva, M., Vanessa Camacho, C., Louise Harris, J., et al. (2014). Phosphorylation of EXO1 by CDKs 1 and 2 regulates DNA end resection and repair pathway choice. Nature Communication, 5, 3561. https://doi.org/10.1038/ncomms4561.

Tomimatsu, N., Mukherjee, B., Harris, J. L., Boffo, F. L., Hardebeck, M. C., Potts, P. R., et al. (2017). DNA-damage-induced degradation of EXO1 exonuclease limits DNA end resection to ensure accurate DNA repair. Journal of Biological Chemistry, 292(26), 10779–10790. https://doi.org/10.1074/jbc.M116.772475.

Tubbs, A., & Nussenzweig, A. (2017). Endogenous DNA damage as a source of genomic instability in cancer. Cell, 168(4), 644–656. https://doi.org/10.1016/j.cell.2017.01.002.

Varon, R., Vissinga, C., Platzer, M., Cerosaletti, K. M., & Reis, A. (1998). Nibrin, a novel DNA double-strand break repair protein, is mutated in nijmegen breakage syndrome. Cell, 93(3), 467–476.

Watt, P., Louis, E., Borts, R., & Hickson, I. (1995). SGS1—a eukaryotic homolog of escherichia-coli recq that interacts with topoisomerase-II in-vivo and is required for faithful chromosome segregation. Cell, 2(2), 253–260.

Watt, P. M., Hickson, I. D., Borts, R. H., & Louis, E. J. (1996). SGS1, a homologue of the Bloom’s and Werner’s syndrome genes, Is required for maintenance of genome stability in Saccharomyces cerevisiae. Genetics, 144(3), 935.

Williams, R. S., Moncalian, G., Williams, J. S., Yamada, Y., Limbo, O., Shin, D. S., et al. (2008). Mre11 dimers coordinate DNA end bridging and nuclease processing in double-strand-break repair. Cell, 135(1), 97–109. https://doi.org/10.1016/j.cell.2008.08.017.

Wu, L., Bachrati, C. Z., Ou, J., Xu, C., & Hickson, I. D. (2006). BLAP75/RMI1 promotes the BLM-dependent dissolution of homologous recombination intermediates. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 103(11), 4068–4073.

Wu, L., & Hickson, I. D. (2003). The Bloom’s syndrome helicase suppresses crossing over during homologous recombination. Nature, 426(6968), 870–874.

Xie, Y., Liu, Y. K., Guo, Z. P., Guan, H., Liu, X. D., Xie, D. F., et al. (2019). RBX1 prompts degradation of EXO1 to limit the homologous recombination pathway of DNA double-strand break repair in G1 phase. Cell Death and Differentiationრა https://doi.org/10.1038/s41418-019-0424-4.

Yu, Y., Pham, N., Xia, B., Papusha, A., Wang, G., Yan, Z., et al. (2018). Dna2 nuclease deficiency results in large and complex DNA insertions at chromosomal breaks. Nature, 564(7735), 287–290. https://doi.org/10.1038/s41586-018-0769-8.

Zhang, H., Hua, Y., Li, R., & Kong, D. (2016). Cdc24 is essential for long-range end resection in the repair of double-stranded DNA breaks. Journal of Biological Chemistry, 291(48), 24961–24973. https://doi.org/10.1074/jbc.M116.755991.

Zheng, L., Zhou, M., Guo, Z., Lu, H., Qian, L., Dai, H., et al. (2008). Human DNA2 is a mitochondrial nuclease/helicase for efficient processing of DNA replication and repair intermediates. Molecular Cell, 32(3), 325–336. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2008.09.024.

Zhou, C., Pourmal, S., & Pavletich, N. P. (2015). Dna2 nuclease-helicase structure, mechanism and regulation by Rpa. Elifeრა https://doi.org/10.7554/eLife.09832.

Zhou, Y., Caron, P., Legube, G., & Paull, T. T. (2014). Quantitation of DNA double-strand break resection intermediates in human cells. Nucleic Acids Research, 42(3), e19. https://doi.org/10.1093/nar/gkt1309.

Zhu, Z., Chung, W. H., Shim, E. Y., Lee, S. E., & Ira, G. (2008). Sgs1 helicase and two nucleases Dna2 and Exo1 resect DNA double-strand break ends. Cell, 134(6), 981–994. https://doi.org/10.1016/j.cell.2008.08.037.

Zierhut, C., & Diffley, J. F. X. (2008). Break dosage, cell cycle stage and DNA replication influence DNA double strand break response. Embo Journal, 27(13), 1875–1885.

Zimmermann, M., Lottersberger, F., Buonomo, S. B., Sfeir, A., & de Lange, T. (2013). 53BP1 regulates DSB repair using Rif1 to control 5′ end resection. მეცნიერება, 339(6120), 700–704.